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Virulence of blastospores of Isaria fumosorosea natives of northeastern Mexico on Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae)/Virulencia de blastosporas de Isaria fumosorosea nativas del noreste de Mexico sobre Anastrepha ludens (Diptera: Tephritidae).

Introduccion

La mosca mexicana de la fruta, Anastrepha ludens (Loew, 1173) (Diptera: Tephritidae) es una plaga nativa del noreste de Mexico y esta en America Central hasta Costa Rica y con amplia distribucion en las regiones citricolas de la costa oeste de Mexico y Texas en los Estados Unidos en donde se llevan a cabo actividades para su deteccion, muestreo y erradicacion (Weems et al. 2001). A. ludens es considerada una especie de importancia economica por el impacto y la severidad del dano que causa en los frutos; ademas se encuentra catalogada como una plaga cuarentenaria y polifaga ya que sus hospederos incluyen varias familias de plantas. En Mexico entre sus huespedes naturales estan los frutos de mango (Mangifera indica), diversos Citrus spp. (Rutaceae) y, en ocasiones, infesta frutos de melocoton (Prunus persicae) y algunas frutas de la familia Myrtaceae (Hernandez-Ortiz 2007).

Anastrepha ludens causa dano directo cuando deposita sus huevos en el fruto; una vez que emergen las larvas se alimentan del fruto, causando su caida y la contaminacion por patogenos; perdidas del 10 al 25% de la produccion de mango, guayaba y citricos se pueden presentar debido a las actividades de alimentacion de A. ludens. En suma, los danos directos causan perdidas en la produccion de los frutos e incrementan los costos; por otra parte, los indirectos incluyen las restricciones relacionadas con la exportacion y en el mercado domestico se anaden a la exportacion y comercializacion interna, la construccion y mantenimiento de las instalaciones para el tratamiento de las frutas y los programas de erradicacion (Stibick 2004). La infestacion por moscas de la fruta es uno de los problemas criticos en el mercado internacional de cuarentena de frutas; cuando los paises importadores exigen tratamientos de salud post-cosecha, los productores exportadores deben aplicar los tratamientos aprobados para eliminar las plagas (Gazit et al. 2004).

Los programas de manejo de esta plaga llevados a cabo en paises como Mexico, se basan en un sistema de manejo integrado de plagas (MIP) que comprende acciones de monitoreo (trampeo y muestreo de fruta) y un control con pulverizacion cebo especifico, actividades culturales, la liberacion de enemigos naturales como Diachasmimorpha longicaudata (Ashmead, 1905) (Hymenoptera: Braconidae) y moscas esteriles. La aplicacion coordinada de estas actividades tiene como objetivo lograr el establecimiento de zonas libres y de baja prevalencia de la plaga para permitir la produccion de plantas y frutas de optima calidad para facilitar el acceso a los mercados nacionales e internacionales.

Sin embargo, es necesario desarrollar alternativas que puedan considerarse complementarias, haciendo hincapie en aquellas que tienen un menor impacto en el medio ambiente y una mayor aceptacion de los productores en los sistemas de agricultura organica (Munoz et al. 2009). En este sentido, los hongos entomopatogenos ofrecen un gran potencial, ya que se ha demostrado su eficacia como agentes de control de diferentes plagas agricolas (Lecuona et al. 1996) y porque, ademas, tienen un mecanismo de invasion unico que les permite pasar a traves de la cuticula, dirigirse a diferentes organos dentro del insecto incluyendo la pared del aparato digestivo, lo que los hace excelentes agentes de control biologico ya que actuan como insecticidas de contacto (Charnley y Collins 2007). En el caso de moscas de la fruta se ha demostrado que algunas cepas de estos hongos causan una alta mortalidad en adultos (Castillo et al. 2000; De la Rosa et al. 2002).

La etapa conidial de varias cepas de Beauveria bassiana (Bals.) Vuillemin y Metarhizium anisopliae (Metsch.) Sorokin, de distintas regiones geograficas han sido evaluadas bajo condiciones de laboratorio contra diferentes etapas biologicas de varias especies de moscas de la fruta (Garcia et al. 1984; Espin-Garcia et al. 1989; Castillo et al. 2000; De la Rosa et al. 2002; Ekesi et al. 2005; Yee y Lacey 2005), pero poco se conoce sobre otras especies de entomopatogenos, asi como otros propagulos que podrian ayudar a incrementar las tasas de mortalidad. El objetivo de este estudio fue evaluar la patogenicidad de blastosporas de aislados nativos de Isaria fumosorosea (= Paecilomyces fumosoroseus) procedentes del noreste de Mexico sobre larvas y pupas de A. ludens, asi como el efecto en su ciclo de vida.

Materiales y metodos

Cria de A. ludens. La cria masiva de larvas y pupas de A. ludens, se desarrollo en dieta artificial en condiciones de laboratorio a [25 [+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5% (HR); 12:12 h (L: O)] en la unidad de cria masiva de insectos del Instituto de Biotecnologia, (IB-FCB-UANL), San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico.

Aislamientos de I. fumosorosea. Los aislamientos de I. fumosorosea se obtuvieron a partir de suelos de la region citricola del estado de Nuevo Leon, Mexico (Tabla 1). El metodo empleado para el aislamiento de los hongos fue descrito por Galan-Franco et al. (2011). Los cultivos fueron depositados en la coleccion de laboratorio L-6 del Instituto de Biotecnologia, (IB-FCB-UANL). Para su conservacion se utilizaron viales criogenicos con 1 ml de glicerol a 10% v/v, almacenado en congelacion a -80[degrees]C. Ademas, en el estudio se incluyo la cepa Pfr-612.

Medio de cultivo liquido para la produccion de blastosporas. La composicion del medio basal para la produccion de blastosporas en cultivo sumergido fueron los siguientes: K[H.sub.2]P[O.sub.4], 2.0 g; Ca[Cl.sub.2]2[H.sub.2]O, 0.4 g; MgS[O.sub.4]7[H.sub.2]O, 0.3 g; Co[Cl.sub.2]6[H.sub.2]O, 37 mg; FeS[O.sub.4]7[H.sub.2]O, 50 mg; MnS[O.sub.4] [H.sub.2]O, 16 mg; ZnS[O.sub.4]7[H.sub.2]O, 14 mg. Al medio basal se agregaron glucosa (Jalmek, San Nicolas de los Garza, N.L., Mexico) 80 y 25 g/l de casaminoacidos (BD, N.J., EE. UU.). La solucion de glucosa fue esterilizada por separado antes de agregarse al medio basal (Jackson et al. 1997). Para la produccion de blastosporas todos los hongos fueron cultivados durante 14 a 21 dias en agar papa dextrosa (DIBICO, Mexico, D.F.) a 25 [+ or -] 2[degrees]C. Despues se prepararon suspensiones de 5 x [10.sup.5] conidios/ml con agua destilada esteril para inocular el cultivo liquido (sumergido). Se usaron matraces bafleados (Pyrex, N.Y., EE. UU.) de 250 ml con 100 ml de medio, se incubaron a 28 [degrees]C y 300 rpm en un incubador con agitacion orbital (New Brunswick Scientific, N.J., EE. UU.) (Jackson et al. 1997) durante 72 horas. Una vez concluida la fase de produccion la concentracion se ajusto a 1 x [10.sup.8] blastosporas/ml utilizando una camara de Neubauer para ser utilizadas inmediatamente en los bioensayos.

Bioensayos. Para los bioensayos se utilizaron muestras de suelo agricola, tamizados y esterilizados en recipientes de vidrio durante 30 minutos a 15 libras de presion. Despues se colocaron 200 g del suelo esterilizado en recipientes de plastico donde el suelo se humedecio con agua bidestilada hasta que el suelo estaba completamente humedo. Para la inoculacion de larvas y pupas se utilizaron dos metodos: asperjado directo y asperjado de suelo. Para el primero se rocio directamente con un atomizador manual en cinco ocasiones las pupas y larvas con la solucion de blastosporas de cada uno de los aislados (1 x [10.sup.8] blastosporas/ml), mientras que para el metodo de asperjado de suelo, el cual fue previamente esterilizado y humedecido, este se rocio con un atomizador manual en cinco ocasiones con la solucion de blastosporas de cada uno de los aislados utilizados (1 x [10.sup.8] blastosporas/ml). A continuacion para ambos metodos, larvas y pupas se colocaron respectivamente en los contenedores con suelo esteril y luego se cerraron hermeticamente y se pusieron en posicion invertida. Para ambos metodos se realizaron tres repeticiones por tratamiento, incluyendo un testigo con agua bidestilada y uno no tratado. Posteriormente, cada contenedor fue incubado a [26 [+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5% (HR); 12:12 h (L: O)] durante siete dias. Al septimo dia se registro el porcentaje de larvas y pupas infectadas para cada uno de los aislados utilizados. Las larvas y pupas infectadas se colocaron en cajas de Petri de 60 x 15 mm y se incubaron a 26 [+ or -] 2[degrees]C y 70 [+ or -] 5% H.R durante siete dias para estimular el desarrollo de micosis y verificar la esporulacion caracteristica de I. fumosorosea. Las larvas o pupas que no mostraron signos de infeccion se incubaron bajo las condiciones iniciales [26 [+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5% (HR); 12:12 h (L: O)] y se monitorearon hasta completar su ciclo de vida. Las larvas y pupas que se consideraron infectadas son las que mostraron signos o sintomas de infeccion por entomopatogenos como esporulacion y cambios de color o tamano.

Analisis de datos. El experimento se realizo, al menos dos ocasiones, bajo un diseno completamente al azar con cinco aislados fungicos, con tres repeticiones por aislado, con 15 larvas o pupas por repeticion. Los resultados se expresaron como porcentaje con su respectivo intervalo de confianza al 95%. Las tasas de mortalidad se corrigieron mediante la formula de Schneider-Orelli. La normalidad de los datos se verifico con las pruebas de Shapiro-Wilk y de T (P < 0,05) para comparar las medias. Los datos se analizaron utilizando el programa SPSS[R] IBM[R] v.19 Inc., N.Y.

Resultados y discusion

Los resultados mostraron que las tasas de mortalidad para el metodo de aspersion directa sobre larvas fue 50-84%, mientras que para el metodo de aspersion directa al suelo con larvas fue de 41-75% y de acuerdo a los resultados del analisis estadistico no se encontro diferencia significativa entre los dos metodos de bioensayo (t = 1,23; df = 8; P = 0,239). Respecto a la mortalidad de pupas se registraron valores de 5-20 % para el metodo de aspersion directa a pupas, mientras que para el metodo de aspersion directa a suelo con pupas la mortalidad fue de 17-50% y no se encontro diferencia significativa entre los dos metodos de bioensayo (t = 0,68; df = 8; P = 0,514), mientras que si detecto diferencia significativa entre los aislados evaluados sobre A. ludens (t = 5,31; df = 19; P = 0,0001). Los aislados HIB-23 e HIB-30 mostraron la mas alta mortalidad sobre A. ludens por el metodo de aspersion directa sobre larvas (Tabla 2).

La interrupcion de la metamorfosis se registro de 20-43 % para el metodo de aspersion directa sobre pupas, mientras que para el de aspersion directa sobre suelo con pupas se obtuvieron valores de 33% sin presentar diferencia significativa entre ambos metodos (t = 2,01; df = 8; P = 0,079), a diferencia entre los aislados evaluados (t = 9,40; df = 19; P = 0,0001). Los aislados HIB-19 e HIB-23 mostraron el porcentaje mas alto de interrupcion de la metamorfosis de A. ludens por el metodo de aspersion directa sobre pupas mientras que no existio para los metodos de aspersion directa sobre larvas y sobre suelo con larvas (Tabla 3). En relacion a la terminacion del ciclo de vida el porcentaje mas alto de supervivencia de A. ludens se registro con el metodo de aspersion directa sobre suelo con pupas con el aislado HIB-30 (67%), mientras que el porcentaje mas bajo de supervivencia fue por los de aspersion directa sobre larvas y pupas (13%); de acuerdo al analisis estadistico no existio diferencia significativa entre los metodos de bioensayo respecto a la terminacion del ciclo de vida de A. ludens (aspersion directa sobre larvas y aspersion directa sobre suelo con larvas (t = 1,23; df= 8; P = 0,253), y aspersion directa sobre pupas y aspersion directa sobre suelo con pupas (t= 1,00; df = 8; P = 0,344), mientras que si existio diferencia significativa entre los hongos evaluados para la supervivencia y terminacion del ciclo de vida de A. ludens (t = 9,40; df = 19; P = 0,0001) (Tabla 4).

En los trabajos que utilizan hongos entomopatogenos, la mayoria son a nivel laboratorio, para el control de A. ludens difieren notablemente en los metodos empleados para la evaluacion asi como en los generos de hongos y concentracion de esporas como inoculo, sin embargo, coinciden en el uso de conidios como propagulo para la evaluacion. En el presente estudio se utilizaron blastosporas de I. fumosorosea sobre larvas y pupas de A. ludens como inoculo mediante dos metodos de bioensayo diferentes obteniendo mortalidades superiores al 80%. En un estudio previo, con conidios de I. fumosorosea, provenientes de la misma coleccion de hongos utilizados en el presente estudio, se obtuvieron mortalidades superiores al 62% mediante el sumergido de pupas y del 57% mediante el metodo de suelo asperjado que contenia larvas de A. ludens (Gandarilla-Pacheco et al. 2012).

En otro estudio, De la Rosa et al. (2002) reportaron mortalidades minimas para A. ludens con un 8,2% en larvas y de cero en pupas, mientras que en adultos las mortalidades alcanzaron de 98-100% con cepas de B. bassiana a una concentracion de 1,0 - 1,6 x [10.sup.8] conidios/ml. Asi mismo, Lezama-Gutierrez et al. (2000) con aislados de Metarhizium anisopliae reportaron mortalidades de 98,75% sobre larvas de A. ludens a una concentracion de 1 x [10.sup.8] conidios/ml. Estos resultados muestran una alta variabilidad en las tasas de mortalidad obtenidas con las diferentes especies de hongos probadas. En la literatura son numerosos los reportes que indican que existen diferencias en la susceptibilidad de un insecto en particular a determinado hongo entomopatogeno y estas diferencias entre poblaciones de insectos se deben a asociaciones prolongadas del huesped con el patogeno causando un proceso de seleccion natural (Lecuona et al. 1996). Factores endogenos y exogenos estan relacionados con la tolerancia o susceptibilidad de un huesped a un patogeno en particular pero el efecto no esta completamente claro, porque actuan en una asociacion entre el insecto y el patogeno, por lo que los factores endogenos (fisiologicos y geneticos) se asocian e influyen en la susceptibilidad del insecto huesped; sin embargo, estos pueden ser modificados por factores exogenos tales como la temperatura y la alimentacion de insecto huesped (Watanabe 1987).

Otros registros involucran otras especies de moscas de la fruta y hongos entomopatogenos con resultados similares. Quesada-Moraga et al. (2006) reportaron mortalidades de 95-100% sobre adultos de la mosca mediterranea de la fruta Ceratitis eapitata (Wiedemann, 1824) (Diptera: Tephritidae), y de 94,5% sobre pupas utilizando conidios de B. bassiana y M. anisopliae. Hernandez Diaz-Ordaz et al. (2010) reportaron mortalidades de hasta 99,8% sobre adultos de Anastrepha obliqua (Macquart, 1835) (Diptera: Tephritidae) con cepas de B. bassiana y M. anisopliae. Variaciones en la mortalidad pueden depender de las cepas utilizadas, origen del hospedero, y modo de infeccion; es recomendable que antes de comenzar la investigacion sobre el uso de entomopatogenos, las mejores cepas para el control biologico del insecto objeto de estudio sean seleccionadas por medio de pruebas basicas de patogenicidad (Roberts 1989).

En el presente estudio las mortalidades mas altas se observaron por el metodo de aspersion directa a larvas, lo cual es lo esperado si se tiene en cuenta que con los otros metodos los propagulos tenian una menor posibilidad de contacto con las larvas y pupas, debido a que el area de inoculacion es mayor en el caso de suelo asperjado y en el de la aspersion directa a pupas estas poseen una cuticula gruesa y completamente esclerotizada, y una capsula pupal dura y engrosada con una superficie escamosa que podria explicar las bajas tasas de mortalidad con este metodo (De la Rosa et al. 2002). Otro factor en el caso de las pupas, es la ausencia de movimiento para ponerse en contacto con el suelo, que redujo la posibilidad de ser infectadas con propagulos viables que puedan estar en el suelo en el momento de la inoculacion, esta situacion se reduce en el caso de las larvas debido a su capacidad de moverse en el sustrato. Con respecto al tipo de propagulo utilizado, en la mayoria de los trabajos mencionados son los conidios de diferentes especies de hongos entomopatogenos mas comunmente ensayados en estrategias de control biologico debido a su conocida hidrofobicidad y resistencia a la desecacion lo cual puede proveerles algunas ventajas (Jackson et al. 1997).

El hongo, sus diversos aislados y el tipo de propagulo utilizado es decir blastosporas en comparacion con conidios, pueden ser responsables de la eficacia (Lacey et al. 2008).

Lacey et al. (1999) reportaron que blastosporas recien producidas fueron significativamente mas infecciosas para ninfas de Bemisia argentifolii (Bellows & Perring, 1994) (Hemiptera: Aleyrodidae) que conidios del mismo aislado de I. fumosorosea. Lane et al. (1991) sugirieron que la naturaleza hidrofobica de conidios de B. bassiana aumenta la adherencia de estos propagulos a la cuticula del saltahojas verde, Nephotettix virescens (Distant, 1908) (Hemiptera: Cicadellidae), mejorando significativamente la eficacia de biocontrol de conidios en comparacion con blastosporas de B. bassiana. Es posible que el problema de adherencia es menos importante cuando se trata con ninfas sesiles como B. argentifolii en lugar de insectos moviles. Tambien es probable que la tasa de germinacion rapida de las blastosporas en comparacion con los conidios sea responsable de la mejora en la eficacia de estos propagulos infectando y matando ninfas de B. argentifolii (Jackson et al. 1997).

Esto podria explicar el exito obtenido con blastosporas en el presente estudio para infectar las larvas y pupas de A. ludens en comparacion con el estudio realizado por Gandarilla-Pacheco et al. (2012) con conidios de otras aislados de la misma coleccion. Ademas, las blastosporas utilizadas se produjeron de acuerdo con la metodologia propuesta por Jackson et al. (1997) que se basa en el cultivo liquido de blastosporas P. fumosoroseus estables y tolerantes a la desecacion.

Respecto a la interrupcion de la metamorfosis de A. ludens se registraron valores de hasta 43% por el metodo de aspersion directa a pupas y 33% para el metodo de aspersion a suelo. Estos resultados son importantes porque al retrasar el desarrollo se incapacita al insecto para alcanzar el estado adulto y reproducirse y, por lo tanto, el seguimiento de este parametro es de vital importancia. Pocos estudios explican a fondo la interrupcion de la metamorfosis debido a la accion de los hongos entomopatogenos, especificamente por I. fumosorosea. Sin embargo, Azevedo (1998) menciona que la accion de las toxinas tales como las producidas por B. bassiana (beauvericina) y destruxinas producidas porM. anisopliae puede causar alteraciones en los mecanismos de metamorfosis y de defensa. En contraste, Zimmermann (2008) considera que con B. bassiana y M. anisopliae, hay informacion limitada sobre los metabolitos y toxinas producidas por las especies de Isaria. La beauvericina tambien se ha aislado a partir de diferentes especies de Fusarium y Paeeilomyees (Gupta y Krasnoff 1991).

Jegorov et al. (1994) mencionan que dos beauverolides (L y La) fueron identificados a partir de I. fumosorosea. La beauvericina es un ciclopeptido y su biosintesis implica una enzima multifuncional llamada eniantinasintetasa cuya expresion es constitutiva (Billich y Zocher 1988). Se sabe que es un agente ionoforo capaz de acomplejar iones de [Na.sup.+] y [K.sup.+] que permiten el aumento de la permeabilidad de la membrana e inducen la deshidratacion del tejido por la perdida de fluido de la celula. Esto se supone que es la principal causa de muerte del insecto, asi como los cambios causados en el nucleo de la celula (Ovchninnikov et al. 1971). Ademas, pueden causar cambios en los procesos de muda, metamorfosis y fertilidad (Ferron 1978) como se menciona en Castillo et al. (2000) con I. fumosorosea (cepa CG-260) que resulto eficaz contra los adultos de C. capitata con valores de [DL.sub.50] de 10 dias de 6,1 x [10.sup.3] conidios por mosca. La cepa CECT 2705 causo reducciones en la fecundidad del orden de 65% a 1 x [10.sup.6] conidios por mosca. Por otra parte, Roberts (1981) menciona al acido piridina 2,6-dicarboxilico (acido dipicolinico), aislado a partir de Isaria farinosa e I. fumosorosea, mostro una actividad insecticida contra ninfas de tercer estadio de Bemisia tabaci tipo B (=B. argentifolii) (Asaff et al. 2005). La secrecion de uno o mas de estos metabolitos por los aislados utilizados en este estudio acerca de A. ludens puede haber causado la mortalidad o interrupcion en la metamorfosis, sin embargo, se requieren metodos analiticos para comprobar el papel que pueden desempenar en el proceso de infeccion estos metabolites.

Conclusiones

El uso de blastosporas de aislados nativos de I. fumosorosea mostro efectividad de hasta el 84% mediante el asperjado directo sobre larvas, asi como un efecto significativo en la interrupcion de la metamorfosis de A. ludens. Estos resultados indican que la mosca mexicana de la fruta es propensa a la infeccion por I. fumosorosea lo cual puede influir en la terminacion de su ciclo de vida y es promisorio en mermar la capacidad reproductiva del insecto. Lo anterior en combinacion con otras estrategias ayudaria a disminuir la poblacion hasta niveles sub economicos. Por otra parte, contar con aislamientos de hongos procedentes de la region y adaptados a las condiciones climaticas de la misma puede influir de manera positiva en su capacidad como patogeno sobre el insecto de interes. Este trabajo propone bases para continuar con investigaciones que permitan establecer alternativas viables para el manejo de A. ludens, haciendo uso de estrategias de control biologico en un marco de manejo integral de la plaga.

Agradecimientos

Los autores agradecen al proyecto PAICYT CN 1008-11.

DOI: 10.25100/socolen.v44i2.7316

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Recibido: 24-sep-2016 * Aceptado: 3-feb-2018

FATIMA LIZETH GANDARILLA-PACHECO (1), MYRIAM ELIAS-SANTOS (2), MARIA DEL SOCORRO FLORES-GONZALEZ (3), ERICK DE JESUS DE LUNA-SANTILLANA (4) e ISELA QUINTERO-ZAPATA (5)

(1) Posdoctorado en ciencias, Universidad Autonoma de Nuevo Leon, Facultad de Ciencias Biologicas, Instituto de Biotecnologia, Av. Pedro de Alba s/n cruz con Av. Manuel L. Barragan, Ciudad Universitaria, C.P. 66455, San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico. (2) Doctor en ciencias, Universidad Autonoma de Nuevo Leon, Facultad de Ciencias Biologicas, Instituto de Biotecnologia, Av. Pedro de Alba s/n cruz con Av. Manuel L. Barragan, Ciudad Universitaria, C.P. 66455, San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico. (3) Doctor en ciencias, Universidad Autonoma de Nuevo Leon, Facultad de Ciencias Biologicas, Instituto de Biotecnologia, Av. Pedro de Alba s/n cruz con Av. Manuel L. Barragan, Ciudad Universitaria, C.P. 66455, San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico. (4) Doctor en ciencias, Instituto Politecnico Nacional, Centro de Biotecnologia Genomica, Laboratorio de Medicina de Conservacion, Blvd. del Maestro s/n esq. Elias Pina, Col. Narciso Mendoza, C.P. 11710, Reynosa, Tamaulipas, Mexico. (5) Doctor en ciencias, Universidad Autonoma de Nuevo Leon, Facultad de Ciencias Biologicas, Instituto de Biotecnologia, Av. Pedro de Alba s/n cruz con Av. Manuel L. Barragan, Ciudad Universitaria, C.P. 66455, San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico. Autor de correspondencia: Isela Quintero-Zapata, Universidad Autonoma de Nuevo Leon, Facultad de Ciencias Biologicas, Instituto de Biotecnologia, Av. Pedro de Alba s/n cruz con Av. Manuel L. Barragan, Ciudad Universitaria, C.P. 66455, San Nicolas de los Garza, Nuevo Leon, Mexico, isela.quinterozp@uanl.edu.mx.
Tabla 1. Localizacion de aislados de I. fumosorosea en suelos donde se
cultivan citricos en diferentes localidades del estado de Nuevo Leon,
Mexico.

Clave    Localidad de          Localizacion geografica
           colecta

HIB-19   Linares        25[degrees]09'13"N 99[degrees]51'10"O
HIB-23   Montemorelos   25[degrees]10'03"N 99[degrees]51'10"O
HIB-29   Montemorelos   25[degrees]18'12"N 99[degrees]53'13"O
HIB-30   Montemorelos   25[degrees]10'03"N 99[degrees]57'11"O

Clave    Elevacion
          (msnm)

HIB-19      350
HIB-23      430
HIB-29      430
HIB-30      430

Tabla 2. Mortalidad (IC 95%) * de larvas y pupas de Anastrepha ludens
tratadas con aislados nativos de hongos entomopatogenos mediante dos
diferentes metodos de aplicacion bajo condiciones de laboratorio [26
[+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5% (HR); 12:12 h (L: O)].

Aislado                                Larvas

                     Asperjado directo    Asperjado de suelo

HIB-19               75 (74,90-75,09)      41 (40,88-41,11)
HIB-23               84 (83,91-84,08)      75 (74,90-75,09)
HIB-29               50 (49,88-50,11)      58 (57,88-58,11)
HIB-30               84 (83,91-84,08)      58 (57,88-58,11)
Pfr-612              50 (49,88-50,11)      50 (49,88-50,11)
Media [+ or -] EE   68,60 [+ or -] 7,76   56,40 [+ or -] 5,60

Aislado                               Pupas

                    Asperjado directo    Asperjado de suelo

HIB-19               20 (19,91-20,09)     50 (49,88-50,11)
HIB-23               10 (9,93-10,06)      17 (16,92-17,08)
HIB-29                      0                     0
HIB-30                5 (4,96-5,04)               0
Pfr-612                     0               3 (2,97-3,03)
Media [+ or -] EE   7,00 [+ or -] 3,74   14,00 [+ or -] 9,53

* Mortalidad promedio es reportada en porcentaje (%). Testigo con agua
bidestilada y testigo no tratado: 20%.

Tabla 3. Interrupcion de la metamorfosis promedio * (IM) (IC 95%) en
pupas de Anastrepha ludens tratadas con aislados nativos de hongos
entomopatogenos mediante dos diferentes metodos de aplicacion bajo
condiciones de laboratorio [26 [+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5%
(HR); 12:12 h (L: O)].

Aislado              Asperjado directo    Asperjado de suelo

HIB-19               43 (42,89-43,11)      20 (19,91-20,09)
HIB-23               37 (36,90-37,10)      33 (32,90-33,10)
HIB-29               20 (19,91-20,09)      17 (16,92-17,08)
HIB-30               33 (32,90-33,10)      17 (16,92-17,08)
Pfr-612               27 (26,9-27,10)      23 (22,91-23,09)
Media [+ or -] EE   32,00 [+ or -] 3,97   22,00 [+ or -] 2,96

* Interrupcion de la metamorfosis promedio (IM) es reportada en
porcentaje (%).

Tabla 4. Sobrevivencia de larvas y pupas (S) (IC 95%) de Anastrepha
ludens tratadas con aislados nativos de hongos entomopatogenos
mediante dos diferentes metodos de aplicacion bajo condiciones de
laboratorio [26 [+ or -] 2[degrees]C; 60 [+ or -] 5% (HR); 12:12 h
(L: O)].

Aislado                                Larvas

                     Asperjado directo    Asperjado de suelo

HIB-19                20(19,91-20,09)       47(46,89-47,11)
HIB-23                13(12,93-13,07)       20(19,91-20,09)
HIB-29                40(39,89-40,11)       33(32,90-33,10)
HIB-30                13(12,93-13,07)       33(32,90-33,10)
Pfr-612               40(39,89-40,11)       40(39,89-40,11)
Media [+ or -] EE   25,20 [+ or -] 6,17   34,60 [+ or -] 4,47

Aislado                                Pupas

                     Asperjado directo    Asperjado de suelo

HIB-19                13(12,93-13,07)       20(19,91-20,09)
HIB-23                26(25,91-26,09)       33(32,90-33,10)
HIB-29               60 (59,89-60,11)       66(65,90-66,10)
HIB-30                33(32,90-33,10)       67(66,90-67,10)
Pfr-612               46(45,89-46,11)       54(53,89-54,11)
Media [+ or -] EE   35,60 [+ or -] 8,10   48,00 [+ or -] 9,30

* Sobrevivencia promedio (S) es reportada en porcentaje (%).
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Author:Gandarilla-Pacheco, Fatima Lizeth; Elias-Santos, Myriam; Flores-Gonzalez, Maria Del Socorro; de Luna
Publication:Revista Colombiana de Entomologia
Date:Jul 1, 2018
Words:5514
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