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Tempo de inducao e de recuperacao de dourados Salminus brasiliensis (Cuvier, 1816), submetidos a diferentes concentracoes de oleo de cravo Eugenia sp.

Introdução

O dourado (Salminus brasiliensis) é um Characiforme carnívoro de hábito diurno, de coloração típica amarelo-dourado (Braga et al., 2007), encontrado na bacia do Prata, formada pelos rios Paraguai, Paraná e Uruguai, e na bacia do rio São Francisco (Zaniboni-Filho, 2004).

É um peixe de grande porte, com excelente qualidade organoléptica, elevado preço de mercado e, além disso, apresenta esportividade e agressividade, que o tornam excelente atrativo em estabelecimentos de pesque-pague (Weingartner e Zaniboni-Filho, 2005).

Apesar do potencial de criação dessa espécie, alguns entraves dificultam sua produção em escala comercial, entre os quais se destacam o difícil manejo, baixas taxas de fertilização e elevado canibalismo durante a fase inicial (Ribeiro, 2005). Em função do comportamento agressivo do dourado, é recomendável o uso de anestésico durante o seu manejo, no sentido de minimizar os efeitos do estresse.

Alguns produtos químicos, como a tricaína metanossulfato (MS-222), sulfato de quinaldina, fenoxietanol e benzocaína, são comumente utilizados como anestésicos para peixes (Inoue et al., 2003). O MS-222 é um dos poucos anestésicos liberados para o uso em peixes destinados ao consumo humano nos Estados Unidos (Wagner et al., 2002). É efetivo e extremamente solúvel em água, no entanto, apresenta alto custo e acidez elevada, podendo abaixar consideravelmente o pH da água (Sladky et al., 2001).

A quinaldina é um óleo amarelo com limitada solubilidade na água e, em pH baixo, perde sua eficiência. O fenoxietanol é um óleo com odor aromático que, além de anestésico, é também fungicida e bactericida, porém, é um produto de difícil acesso e custo elevado (Roubach e Gomes, 2001). A benzocaína se destaca pelo seu preço acessível, facilidade e segurança para o manejo, sendo o anestésico mais utilizado para peixes no Brasil (Gomes et al., 2001).

Entretanto, a utilização de anestésicos sintéticos tende a causar efeitos adversos nos peixes, tais como perda de muco, irritação das brânquias e danos na córnea (Inoue et al., 2003). A benzocaína e o MS-222, por exemplo, são derivados do ácido p-aminobenzóico e, por isso, provocam redução da ventilação nas brânquias pela depressão dos centros medulares respiratórios, tendo a hipóxia como consequência (Delbon, 2006).

Dessa forma, como anestésico alternativo, destaca-se o óleo de cravo por ser um produto natural, efetivo, de baixo custo, seguro e de fácil acesso (Keene e Noakes, 1998; Sladky et al., 2001; Inoue et al., 2003). Esse óleo tem como princípio ativo o composto fenólico eugenol (4-alil-2-metoxifenol-[C.sub.10][H.sub.12][O.sub.2]), derivado do caule, flores e folhas das árvores Eugenia caryophyllata e E. aromatica (Griffiths, 2000).

O óleo de cravo, em comparação com outros anestésicos, aparenta ser mais prático a campo e em algumas operações no laboratório, uma vez que tem a capacidade de imobilizar os peixes rapidamente, quando utilizado em baixas concentrações (Munday e Wilson, 1997; Cho e Heat, 2000; Inoue, 2005). Outra vantagem deste fármaco é a sua rápida metabolização e excreção pelos peixes, não exigindo tempo de carência quando estes são destinados ao consumo humano (Waterstrat, 1999; Cho e Heat, 2000).

Dessa forma, este trabalho teve como objetivo avaliar a ação do óleo de cravo como anestésico em juvenis de dourado, utilizando o tempo de indução e de recuperação anestésica para a identificação da concentração ideal.

Material e métodos

O experimento foi conduzido no Laboratório de Piscicultura da Embrapa Agropecuária Oeste, Dourados, Estado de Mato Grasso do Sul. Antecedendo o período experimental, 50 juvenis de dourado foram previamente alojados e aclimatados, durante 15 dias, em tanque circular de 1000 L, com fluxo contínuo de água proveniente de poço artesiano (10 L [min.sup.-1]). Os peixes foram alimentados com ração comercial para carnívoros (45% PB - 4 mm), que foi fornecida em duas parcelas ao dia.

Durante esse período, a temperatura da água e o oxigênio foram aferidos diariamente, com oxímetro/termômetro modelo YSI[R] 55. Semanalmente, foi realizada a limpeza do tanque de manutenção, por meio de sifonagem para a retirada de eventuais resíduos orgânicos (fezes e sobras de ração).

Para avaliação dos anestésicos, foram utilizados cinco recipientes plásticos com volume útil de 15 L de água, com temperatura média e oxigênio dissolvido de 21,6 [+ ó -] 0,73[grados]C e 6,9 [+ ó -] 0,33 mg [L.sup.-1], respectivamente. A água utilizada foi a mesma dos tanques de aclimatação e renovada em cada teste de concentração, no sentido de evitar possíveis concentrações residuais.

Os peixes foram, individualmente, expostos às concentrações de 20, 30, 40, 50 e 60 mg [L.sup.-1] de óleo de cravo. Em função da insolubilidade do anestésico na água, foi preparada uma solução alcoólica estoque contendo álcool etílico (PA 95%) e óleo de cravo comercial em diluição de 1:20 (v/v). Para determinação da concentração de óleo de cravo na solução estoque, foi medida sua densidade (1,043 [+ ó -] 0,001).

A observação dos estágios de anestesia foi baseada em critérios estabelecidos por Woody et al. (2002), que descrevem quatro estágios de anestesia: primeiro estágio (diminuição visível dos movimentos operculares), segundo estágio (perda parcial de equilíbrio e dificuldade em manter a posição normal de nado), terceiro estágio (perda total do equilíbrio e incapacidade de retornar a posição normal de nado) e quarto estágio (mínimo movimento opercular com comportamento estático).

Durante a exposição ao anestésico, foi registrado o tempo de indução ao terceiro estágio de anestesia, utilizando cronômetro digital. Após atingir esse estágio, os peixes foram retirados dos recipientes plásticos para serem medidos (comprimento total) e pesados.

Posteriormente ao período de exposição às diferentes concentrações de óleo de cravo e biometria, os peixes foram alojados em recipiente plástico com volume útil de 15 L, com água proveniente dos tanques de aclimatação e com aeração constante, para facilitar a visualização dos sinais comportamentais característicos de recuperação determinados por Woody et al. (2002), que consideram este estágio quando os peixes restabelecem o equilíbrio corporal e começam a nadar horizontalmente. Foi registrado o tempo de recuperação para posterior análise da concentração ideal.

O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado com cinco tratamentos e cinco repetições (peixes). Os tempos de indução e de recuperação foram submetidos à análise de variância e, quando significativo, foi aplicado o teste de comparação de médias de Tukey, complementada com a análise de regressão polinomial para o tempo de indução.

Resultados e discussão

Todos os peixes expostos às concentrações de óleo de cravo (20, 30, 40, 50 e 60 mg [L.sup.-1]) atingiram o terceiro estágio de anestesia, caracterizado pela perda total do equilíbrio e da capacidade de não restabelecer a posição normal de nado.

Em relação aos tempos de indução (Tabela 1), verificou-se diferença significativa (p < 0,05) entre as concentrações de 20, 30, 40 e 60 mg [L.sup.-1] de óleo de cravo; no entanto, a concentração de 50 mg [L.sup.-1] não diferiu estatisticamente entre os níveis de 40 e 60 mg [L.sup.-1], por meio da análise de regressão, representada pela equação y = 0,3547[x.sup.2] - 43, 307x + 1406,6 ([R.sup.2] = 0,9802), com a concentração ótima estimada em 61 mg [L.sup.-1], considerando o menor tempo de indução (Figura 1).

[FIGURA 1 OMITIR]

Nesse sentido, Walsh e Pease (2002), avaliando a eficácia do óleo de cravo como anestésicos em enguias (Anguilla reinhardtii), também observaram que o aumento na concentração do óleo de cravo durante a anestesia reduziu o tempo de indução. Comparando as concentrações testadas de 20, 40, 60, 80, 100 e 120 mg [L.sup.-1], esta última foi a que proporcionou o menor tempo de indução (2,7 [+ ó -] 0,3 min.), com temperatura da água de 25[grados]C.

As menores dosagens de óleo de cravo tendem a aumentar o tempo de indução, o que foi observado no presente experimento e confirmado por Soto e Burhanuddin (1995) que, ao induzirem exemplares de rabbitfish (Siganus lineatus) à anestesia com óleo de cravo em concentrações de 33, 50, 67 e 100 mg [L.sup.-1], relataram que a de 33 mg [L.sup.-1] correspondeu ao maior tempo de indução (150 a 190 s). Da mesma forma, Cunha e Rosa (2006), estudando o mesmo anestésico em diferentes espécies de peixes tropicais, também observaram que a menor concentração testada (20 mg [L.sup.-1]) proporcionou o maior tempo de indução (127,33 s).

Por outro lado, Inoue et al. (2003) observaram não haver diferença estatística quanto ao tempo de indução para concentrações acima de 40 mg [L.sup.-1], em estudo com diferentes concentrações de óleo de cravo (18, 20, 30, 40, 50 e 60 mg [L.sup.-1]) para juvenis de matrinxã (Brycon cephalus). Tort et al. (2002), por sua vez, verificaram que o tempo de indução foi semelhante (1-3 min.) para todas as concentrações de óleo de cravo testadas (0,05-0,2 mL [L.sup.-1]) em dourada (Sparus aurata) e em truta (Ocorhynchus mykiss).

Quanto ao tempo de recuperação, as concentrações de 30 e 50 mg [L.sup.-1] diferiram significativamente (p < 0,05) da concentração de 20 mg [L.sup.-1], porém, foram equivalentes entre si, enquanto as concentrações de 40 e 60 mg [L.sup.-1] não diferiram das demais. O menor tempo de recuperação foi o verificado para 20 mg [L.sup.-1]; no entanto, essa concentração proporcionou o maior tempo de indução.

Delbon (2006), em estudo para avaliar a concentração ideal do óleo de cravo em juvenis de tilápia do Nilo (Oreochromis niloticus), não observou diferença estatística para o tempo de recuperação entre as concentrações de 40, 60, 80 e 100 mg [L.sup.-1], porém, o tempo de recuperação para a concentração de 120 mg [L.sup.-1] foi superior às demais, com o maior tempo de recuperação (25,4 [+ ó -] 4,83 min.). Woody et al. (2002), ao testarem o efeito anestésico do óleo de cravo para salmão (Oncorhynchus nerka), observaram diferença estatística quanto ao tempo de recuperação na concentração de 140 mg [L.sup.-1] em relação às de 20 e 50 mg [L.sup.-1].

De acordo com Cunha e Rosa (2006), é necessário atenção quando são aplicadas altas dosagens de óleo de cravo, devendo-se observar previamente a espécie utilizada e o tamanho do peixe. Dessa forma, Sladky et al. (2001) relataram que pirapitingas (Piaractus brachypomus) expostas a 200 mg [L.sup.-1] de eugenol não foram capazes de se recuperar completamente durante os 10 min. estabelecidos para esse tipo de observação. Segundo os autores, peixes expostos a altas concentrações de eugenol (100 ou 200 mg [L.sup.-1]) devem ser monitorados, pois podem ocorrer deficiências respiratórias e colapsos medulares, o que pode ocasionar mortalidade.

Waterstrat (1999), ao expor alevinos de bagre do canal (Ictalurus punctatus) a concentrações superiores a 100 mg [L.sup.-1] de óleo de cravo, por um período de 10 min., não observou casos de mortalidade, embora o tempo de recuperação tenha sido superior ao recomendável (5 min.). No entanto, ao utilizar a concentração de 300 mg [L.sup.-1], durante o mesmo período de tempo, o autor constatou mortalidade de 50% dos alevinos. Foram testados ainda, no mesmo trabalho, diferentes tempos de exposição dos peixes na concentração de 100 mg [L.sup.-1] e foi constatado que a exposição ao óleo de cravo igual ou superior a 20 min. levou à mortalidade de, pelo menos, 20% dos alevinos.

Com relação ao fato de diferentes espécies apresentarem tempos de indução e de recuperação por vezes semelhantes ou diferentes quando expostas a um mesmo anestésico, Mylonas et al. (2005) submeteram as espécies lubina (Dicentrarchus labrax) e dourada (S. aurata) a solução anestésica com 40 mg [L.sup.-1] de óleo de cravo durante 5, 10 e 15 min. Os autores verificaram que, conforme aumentou o tempo de exposição ao anestésico, o período de recuperação foi maior para dourada em relação à lubina. Além disso, houve alta mortalidade de douradas quando estes ficaram em contato com o anestésico durante o período de 10 min. ou mais.

No presente estudo, não foi verificado mortalidade durante a exposição dos juvenis de dourado às diferentes concentrações de óleo de cravo. No entanto, quando os peixes foram submetidos à concentração de 60 mg [L.sup.-1], observouse mudança brusca de comportamento, evidenciada pela rápida movimentação dos peixes, com súbito sintoma de perda de equilíbrio. Em função do comportamento apresentado pelos peixes, quando submetidos a esta dosagem, seriam oportunas novas avaliações com concentrações e tempos de indução superiores ao do estudo, que foi entre 2 a 3 min., caracterizando manejo básico de biometria em laboratório. Vidal et al. (2006) também descreveram comportamento semelhante ao testar o óleo de cravo em juvenis de pintado (Pseudoplatystoma corruscans), com peso médio de 27,76 [+ ó -] 7,7 g. Segundo o autor, há a possibilidade dessas reações adversas ocorrerem pelo próprio eugenol.

De acordo com Inoue (2005), as visíveis alterações na frequência dos batimentos operculares e a intensa movimentação que os peixes realizam nos primeiros instantes do banho anestésico caracterizam sinais de alterações cardiorrespiratórias, os quais devem ser verificados. O autor, ao descrever respostas cardiorrespiratórias de matrinxãs (76,4 [+ ó -] 5,5 g) expostos ao eugenol à concentração de 25 mg [L.sup.-1], observou que este anestésico é satisfatório, embora os peixes tenham apresentado taquicardia e hiperventilação associadas à hipotensão, o que pode ser explicado, provavelmente, pela intensa atividade muscular já nos primeiros instantes de exposição ao anestésico.

A concentração de óleo de cravo mais efetiva neste experimento para juvenis de dourado (21,43 [+ ó -] 2,7 g), levando em consideração o tempo de indução e de recuperação, esteve numa faixa de 40 a 60 mg [L.sup.-1], sendo semelhante aos resultados de Delbon (2006), ao observar que as melhores concentrações de óleo de cravo para tilápias estão entre 60-100 mg [L.sup.-1]; e aos de Keene e Noakes (1998), ao concluir que concentrações de 40-60 mg [L.sup.-1] foram ideais para induzir rapidamente à anestesia, com tempo relativamente curto de recuperação para juvenis de truta.

Agradecimentos

À Técnica do Laboratório de Piscicultura da Embrapa Agropecuária Oeste, Bianca R. F. Tomporoski, pela colaboração na execução do experimento, e ao Sr. Primo José Dambrós, pela doação dos peixes.

Received on November 28, 2007.

Accepted on June 04, 2008.

Referências

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Hamilton Hisano (1) *, Márcia Mayumi Ishikawa (1), Rosana de Ávila Ferreira (1), André Luiz Azambuja Bulgarelli (2), Thiago Raphael Costa (2) e Santiago Benites de Pádua (3)

(1) Embrapa Agropecuária Oeste, BR 163, km 253,6, Cx. Postal 661, 79804-970, Dourados, Mato Grosso do Sul, Brasil. (2) Centro Universitário da Grande Dourados, Dourados, Mato Grosso do Sul, Brasil. (3) Faculdades Anhanguera Dourados, Dourados, Mato Grosso do Sul, Brasil. * Autor para correspondência. E-mail: hhisano@cpao.embrapa.br
Tabela 1. Tempos de indução e de recuperação à anestesia e
tamanho corporal de juvenis de dourado expostos a diferentes
concentrações de óleo de cravo.

Concentração               Tempo de                 Tempo de
(mg [L-1.sup.-1])         indução (s)            recuperação (s)

20                  664,80 [+ ó -] 72,33 a    146,40 [+ ó -] 25,10 b
30                  476,60 [+ ó -] 40,13 b    267,80 [+ ó -] 67,66 a
40                  197,60 [+ ó -] 51,90 c    224,60 [+ ó -] 17,26 ab
50                  137,20 [+ ó -] 49,36 cd   286,40 [+ ó -] 50,87 a
60                  88,00  [+ ó -] 15,81 d    217,20 [+ ó -] 49,16 ab

Concentração                                    Comprimento
(mg [L-1.sup.-1])         Peso (g)            Total (cm)

20                  21,71 [+ ó -] 2,60   13,56 [+ ó -] 0,57
30                  22,93 [+ ó -] 2,31   13,80 [+ ó -] 0,44
40                  21,51 [+ ó -] 3,35   13,32 [+ ó -] 0,55
50                  20,88 [+ ó -] 2,94   13,20 [+ ó -] 0,62
60                  20,09 [+ ó -] 2,58   13,28 [+ ó -] 0,57

Médias com letras distintas na mesma coluna indicam diferença
estatística significativa (p < 0,05).
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Author:Hisano, Hamilton; Ishikawa, Márcia Mayumi; de Ávila Ferreira, Rosana; Azambuja Bulgarelli, André Lui
Publication:Acta Scientiarum Biological Sciences (UEM)
Date:Jul 1, 2008
Words:3594
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