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Sensibilidad antimicotica de diferentes especies de hongos aislados de pacientes con micosis ungueal en la ciudad de Manizales (Caldas, Colombia).

ANTIMYCOTIC SENSITIVITY OF DIFFERENT ISOLATED FUNGI SPECIES IN PATIENTS WITH THE ONYCHOMYCOSIS IN MANIZALES-CALDAS-COLOMBIA

INTRODUCCION

La micosis ungueal constituye la principal causa de afeccion del aparato ungueal, es una infeccion causada con mayor frecuencia por hongos dermatofitos aunque tambien puede ser causada por levaduras y mohos (1, 2). Clinicamente se reconoce por la presencia de hiperqueratosis, detritos subungueales, engrosamiento y cambios de coloracion de la placa, que progresa hasta la distrofia total de la una en los casos mas avanzados.

En general los antimicoticos sistemicos de uso mas frecuente para la micosis ungueal son el fluconazol, la terbinafina y el itraconazol, con esquemas prolongados, riesgo de interacciones medicamentosas y elevados costos asociados, que dificultan la adherencia al tratamiento; en la mayoria de los casos el exito obtenido con el tratamiento utilizado es bajo y esto puede deberse a multiples factores dentro de los cuales se cuenta la resistencia de los hongos aislados a los medicamentos utilizados (3).

La efectividad de los antimicoticos se mide de acuerdo a los criterios para determinar si hay una cura clinica y/o una cura micologica; determinar la cura clinica es dificil ya que se basa en varios parametros de evaluacion asociados con anomalias clinicas en las unas (4); hay una curacion clinica cuando el 100% de las unas afectadas se observan normales; se considera que hay una curacion micologica cuando hay ausencia de estructuras micoticas a nivel microscopico y no desarrollo de crecimiento micotico en cultivo al cabo de un mes de incubacion; este hallazgo se considera como el mas importante ya que es dificil establecer cuando se produce la cura clinica ya que muchas veces no se observan cambios importantes a nivel de las unas luego del tratamiento (5, 6).

El fluconazol, tiene como principal ventaja la dosificacion semanal con regimenes entre 150 mg a 450 mg por semana durante 12 a 24 semanas. Pero aun con dosis altas, la tasa de curacion en dermatofitos, no supera el 50% comparado con la terbinafina (p<0,0001) (7).

El itraconazol, es altamente lipofilico, penetra rapida y duraderamente la placa ungueal (se detecta en la parte distal de la una a los 7 dias de iniciado el tratamiento), es altamente activo contra dermatofitos, mohos y levaduras. A pesar de tener una tasa de cura micologica inferior a la terbinafina en dermatofitos, tiene un espectro mas amplio que cubre incluso las levaduras, donde alcanza tasas del 92% (versus el 40% con terbinafina) (5, 8).

La terbinafina, es fungicida por bloqueo irreversible de la enzima escualeno epoxidasa de la membrana fungica, tiene las mas altas tasas de cura micologica en infecciones por dermatofitos (5, 8).

Las recurrencias no son raras, con predominio de la micosis ungueal de los pies en sujetos con persistencia de los factores de riesgo. La micosis ungueal de las manos puede responder mejor al tratamiento probablemente debido a la mayor tasa de crecimiento de la placa y mejor perfusion de las extremidades superiores. Existen datos emergentes que sugieren pobre respuesta e incluso cepas con resistencia a los agentes antifungicos como aislamientos de T. rubrum resistentes a la terbinafina; los parametros de exito terapeutico varian segun los autores, algunos lo han definido como el aclaramiento o mejoria del 90 al 100% de la una, otros como la mejoria suficiente para reducir el area afectada a menos del 25% al final de la terapia, y otros lo definen como la cura micologica demostrada por laboratorio y al menos 5 mm de una nueva y sin lesion clinica evidente (9).

En la prediccion de la respuesta clinica no solo se debe tener en cuenta la concentracion inhibitoria minima, sino tambien la farmacocinetica del medicamento el cual para el caso de la micosis ungueal puede estar en mayor o menor concentracion que la encontrada a niveles plasmaticos; por ejemplo, los niveles de terbinafina, itraconazol y fluconazol en las unas de las manos son menores que los encontrados en las unas de los pies; estas diferencias estan asociadas con la velocidad de crecimiento de la una, con su grosor y con la composicion de la misma; asi mismo, se ha observado como los niveles de itraconazol y terbinafina son menores a los encontrados en plasma, mientras que los niveles de fluconazol son mayores; tambien, la permanencia de niveles altos del antimicotico luego de finalizado el tratamiento es otro factor importante que puede estar relacionado con la frecuencia de recaidas; de los tres antimicoticos se ha encontrado que el fluconazol puede permanecer por periodos mas largos de tiempo y a concentraciones elevadas en la placa ungueal (10).

En Manizales esta afeccion es relativamente frecuente; estudios anteriores han mostrado una frecuencia del 19,7% con un predominio de los hongos dermatofitos (11); sin embargo, estudios posteriores han evidenciado disminucion de los hongos dermatofitos con elevacion de la frecuencia de hongos no dermatofitos y de diferentes especies de Candida (12); por otro lado, la experiencia clinica tambien ha demostrado que la tasa de remision frente a los medicamentos suministrados es baja; por estas razones, se hace necesario determinar la frecuencia de la sensibilidad frente al itraconazol, fluconazol y terbinafina de los hongos dermatofitos, no dermatofitos y Candida aislados de una muestra de pacientes con enfermedad micotica ungueal.

MATERIALES Y METODOS

Se realizo la prueba de sensibilidad antifungica a 55 dermatofitos, 43 levaduras y 23 hongos miceliales no dermatofitos aislados de pacientes con enfermedad micotica ungueal, para fluconazol, terbinafina, e itraconazol; para ello, se diseno un protocolo utilizando los metodos de referencia para la determinacion de la sensibilidad a antimicoticos para levaduras y hongos miceliales propuesto por The Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI, por sus siglas en Ingles), metodos de referencia M27-A3 (13) y M27-S3 (14) y M38-A2 (15).

Las levaduras obtenidas se cultivaron en agar papa dextrosa (PDA) por 24 horas a 35[grados]C. El contenido de 5 colonias se colecto en solucion salina esteril y se leyo la absorbancia a 530 nm ajustandola a la obtenida en el tubo 0,5 de McFarland, posteriormente se realizo una dilucion 1:50 en RPMI 1640 (SIGMA[R]) y luego una dilucion 1:20 en el mismo medio, para obtener una concentracion final de 2,5 x [10.sup.3] a 5 x [10.sup.3] levaduras/ml.

Los hongos miceliales no dermatofitos se cultivaron en PDA por 48 horas a 35[grados]C; en caso de que el hongo aislado fuera Fusarium y no generara conidias se prolongo su incubacion entre 20 a 25[grados]C por siete dias; luego de obtener colonias con abundante esporulacion, se agrego al cultivo 1 ml de solucion salina esteril y se realizo frotis de la colonias con un aplicador de algodon; el material se recolecto en un tubo esteril y se dejo reposar por 3 a 5 minutos; el sobrenadante se transfirio a tubo esteril y se mezclo en vortex por 15 segundos, posteriormente se leyo la absorbancia a 530 nm ajustandola a valores que oscilaron entre 0,09 y 0,250, segun el agente etiologico; luego de ajustada la absorbancia, se hizo una dilucion 1:50 en RPMI 1640 (Sigma[R]), para obtener la concentracion de las conidias en un rango entre 0,5 x [10.sup.4] a 5 x [10.sup.4] esporas x ml.

Para hongos dermatofitos se hizo cultivo en PDA a 30[grados]C por 4 a 5 dias; en caso de no generarse esporulacion se utilizo agar avena. Se agregaron 2 ml de solucion salina esteril y se realizo frotamiento de las colonias con un aplicador de algodon. Las conidias desprendidas, se recolectaron en tubo esteril que se dejo reposar durante 10 minutos; el sobrenadante se transfirio a otro tubo esteril a partir del cual se hizo recuento de colonias en un hematocitometro, ajustando la concentracion de las mismas a un valor final de 1 x [10.sup.3] a 3 x [10.sup.3] celulas/ml.

Los antimicoticos utilizados: fluconazol (Sigma[R]), clorhidrato de terbinafina (Sigma[R]) e itraconazol (Sigma[R]) se diluyeron en dimetil sulfoxido o agua destilada esteril dependiendo de su solubilidad, preparando una solucion madre de 1280 [micron]g/ml; solucion que sirvio para obtener las concentraciones finales desde los 64 [micron]g/ml hasta los 0,0095 [micron]g/ml. Dichas diluciones se hicieron en placas de 96 pozos esteriles utilizando como diluyente y medio de cultivo el RPMI 1640 (SIGMA(r)) con L-glutamina, glucosa al 2%, y sin bicarbonato de sodio (Sigma [R]), tamponado con acido morfolinpropansulfonico (sigma [R]) a una concentracion de 0,165 M; 100 [micron]L de cada dilucion del antimicotico, se colocaron en contacto con 100 (L de la solucion de conidias o blastoconidias. El periodo de incubacion a 35[grados]C para levaduras fue de 24 a 48 horas; para hongos dermatofitos por 4 dias y para hongos miceliales no dermatofitos el periodo de incubacion vario entre 46 a 50 horas dependiendo de la velocidad de crecimiento de dicho hongo.

En cada ensayo se utilizo como control de crecimiento, el medio de cultivo con la respectiva suspension de esporas; como control de esterilidad del medio se utilizo un pozo al cual se le agrego unicamente el medio de cultivo; como control de calidad se empleo Trichophyton rubrum cepa ATCC[R] MYA-4438 y Candida parasilopsis ATCC[R] 22019. Luego del tiempo de incubacion se hizo la lectura comparando cada pozo con el control de crecimiento, considerando la concentracion inhibitoria minima cuando se observo minimo un 80% de inhibicion del crecimiento micotico en todos los casos. Se calculo la concentracion inhibitoria minima en la cual se obtuvo inhibicion del 50% de los aislamientos y 90% de los aislamientos para determinar los [MIC.sub.50] y [MIC.sub.90], respectivamente.

Para la interpretacion de los resultados no se han establecido a la fecha puntos de corte de sensibilidad y resistencia para las lesiones micoticas ungueales, asi como no se ha determinado correlacion entre la sensibilidad in vitro y el desenlace clinico. Para este estudio y con finalidades estadisticas, se tuvieron en cuenta las concentraciones de cada medicamento en la placa ungueal descritas previamente por Ghannoum et al. (7) asi: fluconazol: 11,7 [micron]g/ml, itraconazol: 0,93 [micron]g/ml y terbinafina: 0,39 [micron]g/ ml, considerandose estas concentraciones como punto de corte para establecer la sensibilidad de los aislamientos.

Para la recoleccion de la informacion se elaboro una base de datos en Microsoft Excel para Windows version 7. El analisis de los mismos se realizo en el programa SPSS (PAWS Statistics) 18 IBM inc. Chicago Il en espanol; para el analisis de los resultados obtenidos en las pruebas de sensibilidad antimicotica, se aplico inicialmente una prueba de ANOVA a los resultados obtenidos, en el caso de que presentaran diferencias significativas, se aplico la prueba de Kruskall-Wallis para confirmar diferencias entre las varianzas; en el caso de que estas presentaran significancia se realizo una prueba no parametrica como la prueba de Tukey para determinar cuales tratamientos presentaron estas diferencias.

RESULTADOS

Los dermatofitos evaluados mostraron menor sensibilidad al fluconazol y mayor sensibilidad al itraconazol, con [MIC.sub.90] de 1 [micron]g/ml. Trichophyton spp. presento la MIC mas alta para el fluconazol, mientras que Trichophyton tonsurans mostro la media geometrica mas elevada con terbinafina e itraconazol; al hacer el analisis de ANOVA a este grupo con respecto a los antimicoticos, no se encontraron diferencias estadisticas significativas. Todos los resultados se resumen en la Tabla 1.

En el grupo de las levaduras, se observo menor sensibilidad en general a los tres medicamentos. Comparativamente C. albicans tuvo la menor sensibilidad al fluconazol y al itraconazol. Candida krusei tuvo la menor sensibilidad a la terbinafina; la menor concentracion inhibitoria minima para todas las levaduras se observo con itraconazol. Al aplicarse el analisis de ANOVA, se encontro significancia estadistica entre las medias de las diferentes especies de levaduras analizadas frente a los tres medicamentos, sin embargo, al aplicarseles pruebas no parametricas como Kruskall-Wallis y la prueba de Tukey solamente se encontro diferencias en el itraconazol entre C. krusei, G. candidum, C. tropicalis y C. albicans, demostrando la menor sensibilidad de C. albicans a este antimicotico con respecto a las otras especies analizadas.

En el grupo de los hongos miceliales no dermatofitos la menor sensibilidad se encontro con el fluconazol, solamente Scopulariopsis spp. presento una sensibilidad mayor a los demas; Helmintosporium presento menor sensibilidad a la terbinafina, mientras que Acremonium presento la menor sensibilidad al itraconazol; en general, este grupo de hongos presento mayor sensibilidad a la terbinafina. Para el analisis de varianza de este grupo debido al bajo numero de especies diferentes a Fusarium, se formaron dos grupos en los que se comparo a Fusarium con el resto de los hongos miceliales no dermatofitos aislados; 13 de los 14 aislamientos obtenidos de Fusarium presentaron resistencia a los tres antimicoticos, mientras que 3 de 9 los aislamientos de hongos diferentes a Fusarium (Aspergillus spp., Penicillium spp. y Scopulariopsis spp.) presentaron este tipo de multirresistencia. Al aplicarsele el test de ANOVA a los resultados obtenidos, se encontraron diferencias estadisticas solamente frente al itraconazol, resultados que se confirmaron con la prueba de Kruskall-Wallis y la prueba de Tukey, confirmandose de esta manera la menor sensibilidad de Fusarium frente al itraconazol con respecto al grupo de los otros hongos no dermatofitos (Tabla 1).

Debido a que no se han establecido puntos de corte de sensibilidad y resistencia de los hongos dermatofitos, hongos miceliales no dermatofitos y levaduras en las unas, se clasificaron los hongos a los que se les realizo las pruebas de sensibilidad como sensibles o resistentes de acuerdo a la concentracion de los diferentes antimicoticos en la placa ungueal descritos en Materiales y Metodos (Tabla 2).

De acuerdo a la clasificacion antes realizada, al hacer el analisis estadistico se encontraron diferencias estadisticamente significativas para todos los antimicoticos (valores de p = 0,000). Para el fluconazol, los dermatofitos mostraron sensibilidad en el 47% de los aislamientos; el mayor porcentaje de resistencia ocurrio con Trichophyton mentagrophytes (58% de los aislamientos probados); las levaduras presentaron un porcentaje de aislamientos sensibles mayor que el de los dermatofitos aun cuando C. albicans solo presento MICs por debajo de los limites de sensibilidad en dos de sus aislamientos; con respecto a los no dermatofitos se observan valores muy altos de la MIC para este antimicotico (Tabla 2).

Para la terbinafina hubo sensibilidad en el 63% de los dermatofitos; el mayor porcentaje de resistencia ocurrio con Trichophyton rubrum (49%); las levaduras presentaron un porcentaje de aislamientos resistentes muy alto encontrandose a C. albicans, C. tropicalis y C. krusei con el mayor numero de cepas resistentes (6 de 8 aislamientos de C. albicans, 10 de los 13 aislamientos de C. tropicalis y todos los de C. krusei); con respecto al comportamiento de los no dermatofitos, se observo tambien una alta frecuencia de cepas con valores altos de la MIC, siendo Fusarium el que presento el mayor numero de aislamientos resistentes (13 de 14) (Tabla 2).

Con el itraconazol se observo sensibilidad en el 76% de los aislamientos de los dermatofitos, T. tonsurans fue el que presento un mayor porcentaje de resistencia (57%); en cuanto a las levaduras se presento tambien una resistencia alta pero menor a la observada con la terbinafina, las especies que presentaron mayor resistencia fueron C. albicans (todos los aislamientos), C. krusei (7 de 9 aislamientos) y C. tropicalis (7 de 13 aislamientos); para el caso de los hongos miceliales no dermatofitos tambien se encontraron altos niveles de resistencia, nuevamente Fusarium presento todos los aislamientos con resistencia a este antimicotico. De los 122 aislamientos a los que se les realizo las pruebas de sensibilidad, se encontraron 19 (15,7%) con sensibilidad a los tres antimicoticos, 36 (29,5%) a dos antimicoticos, 31 (25,4%) a un antimicotico; el grupo de los dermatofitos fue el que presento el mayor numero de cepas con sensibilidad a cada uno de los antimicoticos, presentando significancia estadistica para la sensibilidad a los tres y a dos antimicoticos (p = 0,04 y p<0,01) respectivamente; 36 cepas (29,5%) fueron resistentes a los tres antimicoticos, el grupo de las levaduras fue el que presento un mayor numero de aislamientos (p = 0,04) seguido de los hongos miceliales no dermatofitos (p<0,01); la distribucion por especies se observa en la Tabla 3.

DISCUSION

Un numero importante de pacientes que presentan micosis ungueal al ser tratados con itraconazol, fluconazol o terbinafina presentan una pobre o nula respuesta al tratamiento; evidencia de ello es el tiempo que las personas involucradas tienen con la enfermedad que puede estar asociada no solo con la poca preocupacion que dichas lesiones les causan, sino tambien con el uso de diferentes esquemas de tratamiento poco efectivos.

La guia para la realizacion del test de sensibilidad antifungica para hongos miceliales, publicada por CLSI en 2008 propone un metodo estandar para la evaluacion de la sensibilidad in vitro de los hongos miceliales no dermatofitos y dermatofitos (15). Para establecer la reproducibilidad se realizaron estudios en los que se comparo la sensibilidad de dermatofitos de referencia a diferentes medicamentos antifungicos, estudiada por seis laboratorios independientes; como resultado de estos estudios se obtuvieron los rangos de sensibilidad aceptables para el control de calidad del test (16, 17). No se ha establecido correlacion entre la sensibilidad in vitro y la respuesta clinica, asi como no se han publicado puntos de corte interpretativos que puedan orientar al clinico sobre la resistencia o sensibilidad de un hongo a determinado medicamento; aun cuando los MICs no predicen la respuesta clinica, la presencia de microorganismos resistentes puede ser un factor indicador de falla en el tratamiento instaurado (18).

Es claro que en la respuesta clinica al tratamiento interactuan diferentes factores, no solo relacionados con la sensibilidad del agente infeccioso al medicamento, como la farmacodinamia del mismo, las caracteristicas de inmunidad del huesped, entre otros (19). Ghannoum et al. en el ano 2000 describen en relacion con la sensibilidad conjunta de los dermatofitos al fluconazol un rango de MIC entre 0,125-32 (media de 2,77 [micron]g/ml y [MIC.sub.50] de 1 [micron]g/ml, [MIC.sub.90] de 4 [micron]g/ml). Si bien mencionan que T. mentagrophytes tuvo MICs elevados, consideran adecuados los rangos de sensibilidad de los dermatofitos al fluconazol (7). Por otro lado Karaca y Koc en 2004, describen un rango de sensibilidad de 50 cepas de T. rubrum entre <0,06->32 [micron]g/ml (MIC50: 4 [micron]g/ml, [MIC.sub.90]: 32 [micron]g/ ml) y un rango en T. mentagrophytes de 16-32 [micron]g/ml ([MIC.sub.50]: 32 [micron]g/ml), identificando MICs mas elevadas y aparente menor sensibilidad de los dermatofitos al fluconazol (20). Estos hallazgos son concordantes con los identificados en este estudio. En el estudio de Silva Barros y Soares Hamdan en 2005, se evalua solo a T. mentagrophytes y se encuentra un rango alto de 4-64 [micron]g/ml, con MICs en mas del 80% de los casos entre 32 y 64 [micron]g/ml para fluconazol (21). En general, se observa una marcada tendencia a encontrar una sensibilidad a concentraciones altas del fluconazol en los dermatofitos de este estudio.

La terbinafina es un medicamento considerado como una excelente herramienta contra los dermatofitos tanto por su sensibilidad in vitro como por la respuesta clinica demostrada. El estudio de Ghannoum et al. reporto un rango <0,001-0,004 [micron]g/ml (media de 0,012 y [MIC.sub.90]: 0,002 [micron]g/ml) (7), concentraciones coherentes con las identificadas en los estudios publicados por Karaca y Koc (20) y Silva Barros y Soares Hamdan (21). El estudio publicado por Carrillo et al. en 2008, realizado especificamente con terbinafina, muestra rangos de sensibilidad in vitro con [MIC.sub.50] de 0,01 [micron]g/ml y [MIC.sub.90] de 0,06 [micron]g/ml (22). Contrasta con estos resultados la identificacion en este estudio de medias geometricas en todos los dermatofitos por encima de 0,07 [micron]g/ml, con [MIC.sub.50] de 0,0156 y [MIC.sub.90] de 30,4 [micron]g/ml, mostrando una tendencia de este grupo de hongos a tener una menor sensibilidad in vitro a este medicamento. Estudios relacionados con la farmacodinamia de la terbinafina han demostrado que con una dosis de 250 mg/dia, se alcanzan niveles ungueales de 0,5 a 1,5 [micron]g/g (23, 24); segun el dato anterior, es de esperarse que la probabilidad de exito clinico con este antimicotico en Manizales sea de al menos el 50% de acuerdo a los resultados obtenidos en el [MIC.sub.50]; sin embargo, al determinar el porcentaje de dermatofitos que presentaron concentraciones inhibitorias minimas menores o iguales a la concentracion ungueal del antimicotico, se observa que este rango de valores se encuentra en el 63% de las muestras.

La sensibilidad in vitro de los dermatofitos al itraconazol en el estudio de Ghannoum et al., reporta un rango de MIC entre <0,06-1 [micron]g/ ml, media de 0,104 [micron]g/ml y donde el 90% de los aislamientos respondieron a dosis menores o iguales a 0,125 [micron]g/ml ([MIC.sub.90]) (7). Mas recientemente Bueno et al. publican un estudio realizado en Colombia describiendo un rango de 0,006-1 [micron]g/ml para T. rubrum, [MIC.sub.50] de 0,25 y [MIC.sub.90] de 0,5 [micron]g/ml con este medicamento (25); encontrandose valores elevados del [MIC.sub.90] con relacion al primero. Este estudio muestra como el 76% de los aislamientos fueron sensibles al itraconazol; sin embargo, se encontraron valores del MIC de hasta 32 [micron]g/ ml, asociados con T. rubrum; estos resultados indican que a pesar de que se presenta resistencia a este micotico en esta region, puede seguir siendo una muy buena alternativa para el tratamiento de la micosis ungueal relacionada con los dermatofitos.

Un sesgo probable para el hallazgo de sensibilidades a los antimicoticos probados a concentraciones mas elevadas en el estudio, puede ser causado por la inclusion de casos expuestos al fluconazol con anterioridad y una posible seleccion de casos con resistencia establecida.

El menor porcentaje de cepas de dermatofitos sensibles al fluconazol comparado con el itraconazol y la terbinafina, corroboran lo encontrado en otros estudios que han mostrado la poca efectividad de este medicamento en el tratamiento de la micosis ungueal; lo cual ademas esta directamente asociado con los niveles de fluconazol encontrados en las unas luego de 7 dias que son de 7,1 [micron]g/ml, cuando se administra una dosis de 150 mg/ dia (26); valores que para este estudio estan muy por debajo del promedio de la concentracion inhibitoria minima para este antimicotico (36,6 [micron]g/ml).

La infeccion por Candida del aparato ungueal tiene un amplio espectro de manifestaciones clinicas como paroniquia, onicolisis, granuloma candidiasico o distrofia total (27); la frecuencia de las infecciones por levaduras en la micosis ungueal se ha elevado y se ha observado emergencia de Candida no-albicans dentro de los agentes causales. El origen de esta tendencia se ha explicado por factores como el aumento de trastornos relacionados con inmunosupresion o por el uso indiscriminado del fluconazol, que selecciona especies como C. glabrata y C. krusei con resistencia conocida. La infeccion ungueal por Candida puede funcionar como reservorio o foco de diseminacion (28).

Los estudios de sensibilidad in vitro de levaduras, derivan muy frecuentemente de cepas aisladas de pacientes con infecciones sistemicas o de mucosa oral, existen escasos reportes asociados con micosis ungueal. En el estudio de Bueno et al. en 2009 realizado en micosis ungueal, las levaduras mas frecuentemente aisladas fueron C. parapsilosis, C. albicans y C. guillermondi, seguidas en menor numero por C. tropicalis, C. famata, C. lusitanie y C. rugosa; para C. albicans describen un rango de sensibilidad al fluconazol entre 0,125 y 4 [micron]g/ml; con itraconazol de 0,031 a 0,5 [micron]g/ml y con terbinafina el rango es de 0,016-4 [micron]g/ml (25); mostrando un perfil de sensibilidad in vitro adecuado de esta especie a los tres medicamentos y muy superior al identificado en este estudio, en el que se encuentra que las ocho cepas de Candida albicans tuvieron un rango de sensibilidad al fluconazol entre 4 y 64 [micron]g/ml, [MIC.sub.50] y [MIC.sub.90] de 64 [micron]g/ml y con una media geometrica de 45 [micron]g/ ml. En cuanto a la sensibilidad in vitro de las levaduras con la terbinafina, Gupta, Ryder y Summerbell en el ano 2003 publican un estudio de sensibilidad in vitro de dermatofitos y no dermatofitos a ketoconazol, ciclopirox, terbinafina e itraconazol; los rangos de MIC para terbinafina de C. albicans, C. glabrata, C. tropicalis y C. krusei fueron hasta de 2 [micron]g/ml; en general reportan una [MIC.sub.50] de 0,18 [micron]g/ml para itraconazol y de 1,77 [micron]g/ml para la terbinafina (29), mostrando en cualquier caso, menores MICs y mejores niveles de actividad de los antimicoticos que los identificados en este estudio. Garg et al. de 25 aislamientos obtenidos de orina, sangre y otras secreciones, comparan la respuesta a la terbinafina por el metodo de sensibilidad antifungica de macrodilucion y describen para C. tropicalis MICs entre 1-2 [micron]g/ml, para C. krusei de 1-4 [micron]g/ml, para C. albicans 2-4 [micron]g/ml y para C. glabrata 0,031-4 [micron]g/ml (30). Todos los rangos, muestran mas sensibilidad que los registrados en este estudio, pero las caracteristicas disimiles del metodo y el numero de aislamientos, no permiten establecer comparaciones.

Recientemente un estudio publicado por Kiraz et al. sobre 50 cepas de C. glabrata, obtenidas de distintas secreciones y utilizando el mismo metodo de sensibilidad antifungica in vitro, identificaron resistencia al fluconazol con MICs [mayor que o igual a] 64 [micron]g/ml en un 22% de los casos y al itraconazol con MIC [mayor que o igual a] 1 [micron]g/ml en un 36% (31); aunque el numero de cepas de C. glabrata en el presente estudio fue baja, el grado de sensibilidad al fluconazol e itraconazol de dichas cepas fue alto, contrario a lo que otros autores han descrito con respecto a esta especie (32, 33).

El porcentaje de resistencia de las levaduras en este estudio fue de 42% al fluconazol, de 75% a la terbinafina y de 67% al itraconazol, asociados con el alto numero de aislamientos de C. albicans, C. tropicalis y C. krusei que mostraron MICs por encima del rango de sensibilidad; es sabido que C. krusei puede presentar resistencia primaria a los triazoles, mientras que en C. tropicalis usualmente se genera una resistencia adquirida (32); la inclusion de pacientes con tratamientos previos de la micosis ungueal podria explicar el alto porcentaje de cepas de Candida resistentes a la terbinafina y al itraconazol, asi como tambien la alta resistencia que C. albicans, C. tropicalis y C. krusei presentan a los tres antimicoticos ensayados.

Algunos autores han descrito que la resistencia de las levaduras al fluconazol debe traer como consecuencia la resistencia al itraconazol (33); en el presente estudio esta afirmacion se confirma al encontrar [MICs.sub.90] de 64 [micron]g/ ml para el fluconazol y [MICs.sub.90] mayores de 1 [micron]g/ ml para el itraconazol en los aislamientos de C. albicans, mientras que en los aislamientos de C. tropicalis y C. krusei, se observan MICs entre 38 y 57 [micron]g/ml para el fluconazol frente a [MICs.sub.90] mayores de 1 [micron]g/ml para el itraconazol.

La emergencia de infecciones por hongos no dermatofitos en la micosis ungueal se ha asociado principalmente a Neoscitalydium, Scopulariopsis, Aspergillus, Fusarium y Acremonium. Aunque estas infecciones se han asociado en principio a pacientes con importante inmunosupresion, principalmente por VIH, con porcentajes tan altos como del 31,6%, tal relacion no ha sido aparente en todos los estudios de micosis ungueal por hongos miceliales no dermatofitos (34).

En este estudio predomino el aislamiento de Fusarium spp., lo cual representa un desafio en la practica clinica, pues es conocida su resistencia a la mayoria de los agentes antifungicos (35). En el estudio colombiano de Castro et al. en 2008, se identificaron 128 especies de Fusarium (F. solani, F. oxysporum y F. verticilloides) en pacientes con micosis ungueal, en su mayoria tratados con fluconazol, ketoconazol, terbinafina e itraconazol. En dicho estudio se encontro un porcentaje de resistencia de 29,8%; tales resultados son alentadores frente a otros reportes con el mismo medicamento que han identificado resistencia in vitro de hasta el 50% (36). En el estudio de Bueno et al., reportan rangos de MIC entre 4-64 [micron]g/ml para fluconazol en F. dimidiatum y de 64 [micron]g/ml para F. oxysporum y F. solani; con itraconazol los rangos para estas dos ultimas especies fueron de 0,03-16 y de 16 [micron]g/ ml, respectivamente. De manera llamativa los rangos fueron inferiores con terbinafina para F. dimidiatum 0,03-0,5 [micron]g/ml y F. oxysporum 0,25-16 [micron]g/ml (25); de forma similar a lo identificado en este estudio, lo que sugiere la posibilidad de emplear este medicamento en el tratamiento de este tipo de hongos en Manizales.

La baja sensibilidad de las levaduras y de los hongos miceliales no dermatofitos en especial al fluconazol y al itraconazol, puede estar influenciando de manera importante el cambio del perfil microbiologico de las infecciones micoticas en las unas; es posible que en la mayoria de los casos las lesiones inicialmente sean generadas por un dermatofito que produce cambios en la placa ungueal, que posteriormente pueden ser aprovechados por hongos con bajo potencial de invasion, generando mas cambios degenerativos asociados con el proceso inflamatorio mantenido por los productos de los hongos o por sus procesos invasivos; Evans propone que esto puede ser posible al encontrar coexistencia de Scopulariopsis con dermatofitos y observar que esta coinfeccion puede retardar la efectividad del antimicotico suministrado (37).

Llama la atencion la alta tasa de resistencia al itraconazol en las levaduras, ya que es de esperarse mayor tasa de resistencia al fluconazol por el uso indiscriminado de este medicamento en el tratamiento de diferentes tipos de candidiasis; ademas, algunos estudios han afirmado que cuando hay resistencia a cualquiera de los triazoles, esta resistencia se presenta en todas las moleculas asociadas con estas caracteristicas quimicas; en este estudio se observa que aunque hay una resistencia alta al fluconazol (23,9%) algunas de las levaduras aisladas a pesar de ser resistentes al itraconazol son sensibles al fluconazol; este hallazgo puede estar indicando ademas, diferencias en los mecanismos de resistencia de las levaduras a ambos medicamentos.

La implementacion de estudios de sensibilidad in vitro de forma estandarizada no solo ofrece al clinico la oportunidad de conocer el perfil de sensibilidad de determinado hongo a los medicamentos disponibles, sino que tambien permite estudios de identificacion de especies resistentes a medicamentos especificos asi como la emergencia de nuevas resistencias. Es pertinente entonces, realizar estudios a largo plazo no solo en condiciones clinicas de urgencia, sino tambien en condiciones cronicas como la micosis ungueal.

Recibido: febrero 13 de 2013--Aceptado: marzo 7 de 2013

BIBLIOGRAFIA

(1.) Schlefman B. Onychomycosis: A compendium of facts and a clinical experience. The Journal of Foot & Ankle Surgery 1999; 38:290-302.

(2.) Nunley KS, Cornelius L. Current management of onychomycosis. Journal of Hand Surg 2008; 33A:1211-1214.

(3.) Gupta AK, Albreski D. The use of the new oral antifungal agents, Itraconazole, Terbinafine, and Fluconazole, to treat onychomycosis and other dermatomycoses. Current Problems in Dermatology 2001; 13:213-48.

(4.) Cordeiro RA, Brilhante RS, Rocha MF, Rabenhorsch SH, Moreira JL, Grangeiro TB, Sidrim JJ. Antifungal susceptibility and genetic similarity of sequential isolates of Trichophyton rubrum from an immunocompetent patient with chronic dermatophytosis. Clinical Experimental Dermatology 2006; 31:122-24.

(5.) Roberts DT, Taylor WS, Boyle J. Guidelines for treatment of onychomycosis. British Journal of Dermatology 2003; 148:402-410.

(6.) Darkes MJM, Scott LJ, Goa KI. Terbinafine. A review of its use in onychomycosis in adults. American Journal of Dermatology 2003; 4:39-65.

(7.) Ghannoum MA, Hajjeh RA, Scher R, Konnikov N, Gupta AK, Summerbell R, et al. A large-scale North American study of fungal isolates from nails: The frequency of onychomycosis, fungal distribution, and antifungal susceptibility patterns. Journal of American Academy of Dermatology 2000; 43: 641-8.

(8.) Isaza C, Isaza G, Fuentes J, Marulanda T. Antimicoticos. En: Isaza C, Isaza G, Fuentes J, Marulanda T, editores. Fundamentos de farmacologia en terapeutica. Pereira, Colombia: Postergraph; 2002. p. 459-466.

(9.) Masis CM, Gutierrez RF. Antifungal drug resistance to azoles and polyenes. Lancet infections diseases, 2002; 2:550-63.

(10.) Debruyne D, Coquerel A. Pharmacokinetics of antifungal agents in onychomycoses. Clinical Pharmacokinetics 2001; 40:441-472.

(11.) Buitrago GE. Dermatomicosis en poblacion de Manizales. Biomedica 1994; 14:77-84.

(12.) Perez JE, Cardenas C, Hoyos AM. Caracteristicas clinicas, epidemiologicas y microbiologicas de la onicomicosis en un laboratorio de referencia, Manizales (Caldas), 2009. Infectio 2011; 15:168-176.

(13.) Clinical and Laboratory Standards Institute. Reference Method for broth dilution antifungal susceptibility testing of yeast; approved Standard-third edition, 2008a. M27-A3. Vol. 28, No. 14.

(14.) Clinical and laboratory Standards Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of yeast; Third informational Supplement, 2008b. M27-S3. Vol. 28, No. 15.

(15.) Clinical and laboratory Standards Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi; Approved Standard-Second edition, 2008c. M38-A2. Vol. 28, No. 16.

(16.) Ghannoum MA, Chaturvedi V, Espinel-Ingroff A, Pfaller MA, Rinaldi MG, Lee-Yang W, et al. Intra- and Interlaboratory Study of a Method for Testing the Antifungal Susceptibilities of Dermatophytes. Journal of Clinical Microbiology 2004; 42:2977-2979.

(17.) Ghannoum MA, Arthington-Skaggs B, Chaturvedi V, Espinel-Ingroff A, Pfaller MA, Rennie R, et al. Interlaboratory Study of Quality Control Isolates for a Broth Microdilution Method (Modified CLSI M38-A) for Testing Susceptibilities of Dermatophytes to Antifungals. Journal of Clinical Microbiology 2006; 44:4353-4356.

(18.) Rodriguez-Tudela JL, Alcazar-Fouli L, Cuesta I, Alastruey-Izquierdo A, Monzon A, Mellado E, et al. Clinical relevance of resistance of antifungals. International Journal of Antimicrobial Agents 2008; 32:S111-S113.

(19.) Liao R, Dunne WM. Current concepts in antifungal susceptibility testing. Part I. Clinical Microbiology Newsletter 2003; 25:177-181.

(20.) Karaca N, Kog N. In vitro susceptibility testing of dermatophytes: comparison of disk diffusion and reference broth dilution methods. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease 2004; 48:259-264.

(21.) Silva Barros ME, Soares Hamdan J. Determination of susceptibility-resistance to antifungal drugs of Trichophyton mentagrophytes isolates by a macrodilution method. Canadian Journal of Microbiology 2005; 51:983-987.

(22.) Carrillo AJ, Guisiano G, Cardenes D, Hernandez JM, Eraso E, Quindos G, et al. Terbinafine susceptibility patterns for onychomycosis-causative dermatophytes and Scopulariopsis brevicaulis. International Journal of Antimicrobial Agents 2008; 31:540-543.

(23.) Faergemann J, Zehender H, Denouel J, Millerioux L. Levels of terbinafine in plasma, stratum corneum, dermis-epidermis (without stratum corneum), sebum, hair and nails during and after 250 mg terbinafine orally once per day for four weeks. Acta Dermato-Venereologica 1993; 73:205-209.

(24.) Schatz FF, Brautigam MM, Dobrowolski EE, Effendy II, Haberl HH, Mensing HH, et al. Nail incorporation kinetics of terbinafine in onychomycosis patients. Clinical and Experimental Dermatology 1995; 20:377-383.

(25.) Bueno JG, Martinez C, Zapata B, Sanclemente G, Gallego M, Mesa C. In vitro activity of fluconazole, itraconazole, voriconazole and terbinafine against fungi causing onychomycosis. Clinical and Experimental Dermatology 2009; 35:658-663.

(26.) Carrillo-Munoz AJ, Giusiano G, Guarro J, Quindos G, Guardia C, del Valle O, et al. In vitro activity of voriconazole against dermatophytes, Scopulariopsis brevicaulis and other opportunistic fungi as agents of onychomycosis. International Journal of Antimicrobial Agents 2007; 30:157-161.

(27.) Elewski BE. Onychomycosis: pathogenesis, diagnosis and management. Clinical Microbiology Reviews 1998; 11:415-429.

(28.) Bassetti M, Righi E, Costa A, Fasce R, Molinari MP, Rosso R, et al. Epidemiological trends in nosocomial candidemia in intensive care. BMC Infect Diseases 2006; 6:21.

(29.) Gupta AK, Ryder JE, Summerbell RC. The diagnosis of nondermatophyte mold onychomycosis. International Journal of Dermatology 2003; 42:272-273.

(30.) Garg S, Naidu J, Singh SM, Nawange SR, Jharia N, Saxena M. In vitro activity of terbinafine against Indian clinical isolates of Candida albicans and non-albicans using a macrodilution method. Journal de Mycologie Medicale 2006; 16:119-125.

(31.) Kiraz N, Dag I, Oz Y, Yamac M, Kiremitci A, Kasifoglu, N. Correlation between broth microdilution and disk diffusion methods for antifungal susceptibility testing of caspofungin, voriconazole, amphotericin B, itraconazole and fluconazole against Candida glabrata. Journal of Microbiological Methods 2010; 82:136-140.

(32.) Krcmery V, Barnes AJ. Non-albicans Candida spp. Causing fungaemia: pathogenicity and antifungal resistance. Journal of Hospital Infection 2002; 50:243-260.

(33.) Rogers TR. Antifungal drug resistance: limited data, dramatic impact? International Journal of Antimicrobial Agents 2006; 27S:S7-S11.

(34.) Moreno G, Arenas R. Other fungi causing Onychomycosis. Clinics in Dermatology 2010; 28:160-163.

(35.) Malani AN, Kauffman CA. Changing epidemiology of Rare mould infections. Implications for Therapy. Drugs 2007; 67:1803-1812.

(36.) Castro N, Casas C, Sopo L, Del Portillo P, Cepero MC, Restrepo S. Fusarium species detected in onychomycosis in Colombia. Mycoses 2008; 12:350-356.

(37.) Evans EGV. Causative pathogens in onychomycosis and the possibility of treatment resistance: A review. J Am Acad Dermatol 1998; 38:S32-6.

Jorge Enrique Perez-Cardenas [1]

Ana Maria Hoyos Zuluaga [2]

Carolina Cardenas Henao [3]

[1] Profesor, Facultad de Ciencias para la Salud, Universidad de Caldas. Correo electronico: labmicro@ucaldas.edu.co Correspondencia: Jorge Enrique Perez Cardenas, Profesor Titular Universidad de Caldas. Laboratorio Biosalud, oficina C103, Universidad de Caldas. Calle 65 No. 26-10, Manizales (Caldas, Colombia). Telefono (576)8781500 ext. 12223.

[2] Profesora, Facultad de Ciencias para la Salud, Universidad de Caldas. Correo electronico: amhoyos64@hotmail.com

[3] Dermatologa, EPS Salud Total. Correo electronico: carocarh@gmail.com
Tabla 1. Test de sensibilidad antifungica

AGENTE                                 Fluconazol

Dermatofitos           n       MG      [MIC.     [MIC.      RANGO
                                      sub.50]   sub.90]

T. rubrum             33       4,4       4        115     0,0039-128
T. mentagrophytes     14       8,3      32        128     0,0009-128
T. tonsurans           7       3,3      32        128     0,0039-128
Trichophyton spp.      1       16
TOTAL                 55       5,1      16        128     0,0009-128
                    p=0,33

Levaduras

G. candidum            9       6,9       8        51        1-128
Candida spp.           2       5,7       9        15         2-16
C. albicans            8       45       126       128       4-128
C. tropicalis         13        8        8        109       1-128
C. krusei              9      10,1       8        38         2-84
C. giabrata            2       0,7     0,75      0,95       0,5-1
TOTAL                 43       9,9       8        128      0,5-128
                    p=0,051

No dermatofitos

Fusarium spp.         14       128      128       128      128-128
Penicillium spp.       4       128      128       128      128-128
Halminstosporium       2       128      128       128      128-128
Scopulariopsis         1       32
Acrem onium            1       128
Aspergillus            1       128
TOTAL                 23      120,5     128       128       32-128
                    p=0,22

AGENTE                               Terbinafina

Dermatofitos          n        MG      [MIC.     [MIC.      RANGO
                                      sub.50]   sub.90]

T. rubrum             32      0,14     0,06       15      0,0009-128
T. mentagrophytes     13      0,07     0,02       16      0,0009-32
T. tonsurans          7       0,21     0,06       32      0,0156-32
Trichophyton spp.
TOTAL                 52      0,12
                    p=0,93            0,0157     30,4     0,0009-128

Levaduras

G. candidum           9       5,4        3        128     0,0313-128
Candida spp.          2        1        2,1       3,6       0,25-4
C. albicans           6        16       128       128     0,125-128
C. tropicalis         13      4,5        4        106      0,25-128
C. krusei             9       18,7      16        128       2-128
C. giabrata           2        4        64        116     0,125-128
TOTAL                 43      7,4        4        128     0,0313-128
                    p=0,19

No dermatofitos

Fusarium spp.        14       4.2        4         8      0,0625-128
Penicillium spp.      4       0,25     0,53        1       0,0625-1
Halmmtosporlum        2        16       34        58         4-64
Scopulariopsis        1        4
Acrem onium           1      0,0625
Aspergillus           1        4
TOTAL                 23      2.4        4         8      0,0625-128
                    p=0,70

AGENTE                                 Itraconazol

Dermatofitos            n        [MIC.     [MIC.    MIC,     RANGO
                                sub.50]   sub.90]

T. rubrum              33         0,1      0,06      1     0,0039-32
T. mentagrophytes      13        0,04      0,06     3,4     0,0009-4
T. tonsurans            7          1         1       8       0,25-8
Trichophyton spp.       1       0,0039
TOTAL                                                      0,0009-32
                       54         0,1     0,0625     1
                     p=0,63

Levaduras

G. candidum             9         1,5        1       32    0,0625-32
Candida spp.            2          4        64      115    0,125-126
C. albicans             6         11,       22       32       1-32
C. tropicalis          13        0,85        1       26    0,0625-32
C. krusei               9         1,6        2      4,8     0,5-128
C. giabrata             2        0,35      0,38     0,48    0,25-0,5
TOTAL                  43         1,8        1       32    0,0625-128
                    * p=0,035

No dermatofitos

Fusarium spp.          14         95        128     128      8-128
Penicillium spp.        4        1,68        1      22,7    0,25-32
Halmmtosporlum          2        2,82       64      115    0,0625-128
Scopulariopsis          1       0,0156
Acrem onium             1         128
Aspergillus             1          1
TOTAL                  23        19,8       128     128    0,0156-128
                     * p=0,0

MG: Media geometrica. * p: diferencias estadisticamente significativas
al aplicar los test de Kruskall-Wallis y Tukey.

Tabla 2. Distribucion de los diferentes grupos de
aislamientos de acuerdo a la concentracion del
antimicotico en la placa ungueal

FLUCONAZOL

AGENTE            n    SENSIBLES *   RESISTENTES

                       n    %        n    %

Dermatofitos      55   26   47       29   53
Levaduras         43   25   58       18   42
no dermatofitos   23   0    0        23   100
p = 0,000
TERBINAFINA
Dermatofitos      52   33   63       19   24
Levaduras         43   10   25       33   75
No dermatofitos   23   4    17       19   83
p = 0,000
ITRACONAZOL
Dermatofitos      54   41   76       13   24
Levaduras         43   14   33       29   67
No dermatofitos   23   3    13       20   87
p = 0,000

* Se clasificaron los aislamientos de cada grupo de
acuerdo a los valores que se obtuvieron en la MIC,
considerandose sensibles cuando presentaban valores
menores o iguales a: 11,7 [micron]g/ml para el
fluconazol; 0,93 [micron]g/ml para el itraconazol y
0,39 para la terbinafina; o resistentes cuando
presentaban valores superiores a los antes mencionados.

Tabla 3. Distribucion de las diferentes especies de hongos
aisladas de acuerdo a su sensibilidad frente a los tres
antimicoticos

Especie                  sensibilidad a antimicoticos

                         3   2    1   ninguno

Dermatofitos
T. rubrum                9   16   6      2
T. mentagrophytes        1   9    4      0
T. tonsurans             2   0    4      1
Trichophyton spp.        0   0    1      0
Levaduras
C. albicans              0   1    2      5
C. tropicalis            3   3    2      5
C. krusei                0   2    3      4
C. glabrata              1   1    0      0
Candida spp.             1   0    0      1
G. candidum              1   4    2      2
Hongos no dermatofitos
Fusarium spp.            0   0    1     13
Penicillium spp.                  3      1
Helminthosporium spp.             1      1
Aspergillus spp.                         1
Acremonium spp.                   1
Scopulariopsis spp.               1
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Author:Perez-Cardenas, Jorge Enrique; Hoyos Zuluaga, Ana Maria; Cardenas Henao, Carolina
Publication:Biosalud
Date:Jul 1, 2012
Words:7495
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