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Salmonella spp en aves silvestres que habitan alrededor de una granja de cuyes tecnificada en el distrito de Manchay, Lima.

Salmonella spp in wild birds living around a well-managed guinea pig farm in the district of Manchay, Lima

INTRODUCCION

Las aves silvestres de vida libre son importantes dentro de su ecosistema y generalmente son consideradas como indicadores biologicos de diversos entornos saludables; sin embargo, desde el punto de vista de salud publica esta vision positiva no siempre es valida, porque pueden servir de reservorio de algunos enteropatogenos zoonoticos como Salmonella spp (Albureesh et al., 2007; Braconaro, 2012; Andres -Barranco et al., 2014).

Salmonella es un bacilo gramnegativo de la familia Enterobacteriaceae y se divide en dos especies: S. bongori y S. enterica, donde se han podido identificar hasta 2500 serotipos (Figueroa y Verdugo, 2005). La mayoria de los serotipos tienen importancia en salud publica y salud animal a nivel mundial, por la infeccion denominada salmonelosis producida por S. enterica. Su principal reservorio es el intestino de animales homeotermos y poiquilotermos, actuando como diseminadores intermitentes a traves de sus heces por largos periodos de tiempo (Uribe y Suarez, 2006; Gopinath et al., 2012; Andres et al., 2013).

La microbiota gastrointestinal reflej a la coevolucion de los microorganismos con el animal hospedero y tiene un rol fundamental en la salud animal, respuesta inmune y enfermedad, los cuales tambien son influenciadas por factores como tipo de alimentacion, estacion del ano o patrones de migracion (Benskin et al., 2009; Van Dongen et al., 2013). El tipo de alimentacion en aves silvestres es una clave determinante para la adquisicion de enterobacterias. Algunas aves silvestres de comportamiento gregario y de alimentacion oportunista aprovechan la oportunidad de obtener alimentos y agua en granjas comerciales donde encuentran un entorno favorable (Benskin et al., 2009; Andres et al., 2013)

El objetivo del presente estudio fue determinar la presencia de Salmonella spp en aves silvestres de vida libre que habitaban alrededor de una granja de cuyes de crianza tecnificada como contribucion al conocimiento de la microbiologia y al rol de aves silvestres desde el punto de vista epidemiologico en granjas, siendo imperativo para el establecimiento de medidas de control y prevencion de salmonelosis.

MATERIALES Y METODOS

Lugar de estudio

El trabajo se llevo a cabo entre febrero y marzo de 2015 en una granja tecnificada de cuyes situada en el distrito de Manchay, Lima, Peru. El analisis de las muestras se realizo en el Laboratorio de Microbiologia de la Universidad Cientifica del Sur, ubicado en el distrito de Villa El Salvador, Lima.

Poblacion Muestral y Muestras

Se capturaron en forma aleatoria muestras de 185 aves de especies que pertenecen a los ordenes Passeriformes, Cuculiformes, Columbiformes y Psittaciformes. La captura se hizo con redes de niebla de 12 x 2.5 m ubicadas en varios puntos alrededor de la granja (Cuadro 1). Las aves fueron luego sujetadas mediante inmovilizacion manual (Ralph et al., 1996), e introducidas en bolsas de tela individuales para transportarlas al area donde se tomaron las muestras. Para tal efecto, la especie a la que pertenece cada ave fue identificada segun lo describe Schulenberg et al. (2010), tomando en cuenta la descripcion de sus caracteristicas generales y mapas de distribucion geografica de cada grupo de especies de aves que han sido registradas en Peru.

La toma de las muestras se realizo a traves de hisopados cloacales, utilizando hisopos esteriles que fueron suavemente rotados durante 20 segundos con la finalidad de establecer un mayor contacto con la mucosa del tracto intestinal. Luego de la toma de la muestra, se marcaron las aves cortando la punta de una de las plumas axilares y se les libero.

La muestra con el hisopo fue introducida en tubos Falcon con medio de transporte bacteriano Stuart (Merck) y transportada al laboratorio en cajas termicas con gel refrigerante a 4[grados]C.

Aislamiento de Salmonella spp

Enriquecimiento selectivo

Se realizo un enriquecimiento temprano con caldo Rappaport-Vassiliadis, donde se inoculo el hisopo y se incubo a 41[grados]C por 24 h. Luego se realizo un enriquecimiento tardio y se dejo incubar por 5 dias a temperatura ambiente.

Siembra en placas

Se re-suspendieron los caldos de enriquecimiento Rappaport-Vassiliadis tomandose una muestra con un ansa en aro para realizar el sembrado por agotamiento en un medio solido especifico como Agar Xilosa Lisina Desoxicolato (XLD) y se incubaron a 37[grados]C por 24 h. Luego de la incubacion, los cultivos se clasificaron en colonias negativas y sospechosas a Salmonella spp, considerando que estas colonias presentaban centro negro debido a la produccion de sulfhidrilo. Una vez elegida la colonia sospechosa se procedio a realizar la identificacion por pruebas bioquimicas.

Identificacion Bioquimica

Para la identificacion bioquimica de las colonias sospechosas se usaron las pruebas de catalasa, oxidasa, triple azucar hierro (TSI), citrato Simmons, lisina hierro (LIA), sulfuro indol motilidad (SIM) y caldo urea. Los cultivos fueron llevados a incubacion a 37[grados]C por 24 h, siguiendo los procedimientos utilizados en el formato de instrucciones de la tecnica de identificacion bioquimica bacteriana del Instituto Nacional de Salud (Caffer y Terragno, 2008).

RESULTADOS

El enriquecimiento temprano permitio aislar Salmonella spp en el 2.2% (4/185) de las muestras y con el enriquecimiento tardio se logro aislar en el 3.8% (7/185) de las muestras. No era un objetivo propuesto para este trabajo, pero el tipo de enriquecimiento (Rappaport-Vassiliadis) y el agar XLD permitieron la identificacion de otros generos de enterobacterias (Cuadro 2.)

De las 185 muestras procesadas y de acuerdo con las caracteristicas bioquimicas, 4.3% (8/185) correspondieron a cepas positivas a Salmonella spp, donde se aislo la bacteria en estudio 5.1% (6/118) de Passer domesticus, 3.2% (1/31) de Volatinia jacarina y 1/3 de Forpus coelestis (Cuadro 3).

DISCUSION

El 4.3% (8/185) de las muestras de hisopado cloacal en aves de vida libre capturadas en los alrededores de una granja de cuyes fueron positivas a Salmonella spp mediante identificacion bioquimica. Diversos estudios epidemiologicos reportan frecuencias entre 0.04% y mas de 20% de Salmonella spp en aves silvestres, variacion que depende de ciertos factores que faciliten la transmision entre aves, ya sea por hacinamiento en estaciones de alimentacion, contacto con granjas que tienen una mala bioseguridad, etc. (Skov et al., 2008; Benskin et al., 2009; Andres-Barranco et al., 2014).

La diseminacion de estos microorganismos patogenos depende de varios factores bioticos y abioticos que pueden afectar la supervivencia de los microor-ganismos en un determinado ecosistema, como la relacion de sinantropia de algunas aves de comportamiento gregario y alimentacion oportunista, lo cual genera un comensalismo obligatorio, como es el caso de Passer domesticus (Koepcke, 1952; Marzluff et al., 2001). Asi, la mayoria de las aves capturadas en este estudio fue de esta especie, y los resultados indican que presenta el mayor riesgo de infeccion, ya que normalmente viven en grupos en los que puede transmitirse Salmonella, via oro-fecal (Mirzaie et al., 2010). Asi mismo, Stewart y Birch (2000) reportaron en esta especie la transmision por via cloacal de algunos enteropatogenos, incluyendo Salmonella spp.

El aislamiento de Salmonella spp se da principalmente por tecnicas microbiologicas, el cual consiste en el uso de un preenriquecimiento y medios selectivos; sin embargo, en este estudio no se realizo el preenrquecimiento, ya que favoreceria el sobrecrecimiento de la flora acompanante e inhibiria el crecimiento de Salmonella spp. Por ello, se opto por usar un caldo de enriquecimiento selectivo (Rappaport-Vassiliadis) y la tecnica de un enriquecimiento estandar y otro tardio, buscando beneficiar e incrementar la tasa de recuperacion de esta bacteria, toda vez que el aislamiento de Salmonella spp en aves silvestres es baja (Nietfeld et al., 1998; Rybolt et al., 2004; OIE, 2017).

La tecnica de enriquecimiento tardio generalmente se usa en granj as avicolas. Waltman et al. (1991) usaron el enriquecimiento tardio, logrando aislar Salmonella spp en el 64% de aves de corral. Nietfeld et al. (1998) demostraron que el enriquecimiento tardio con caldo Rappaport-Vassiliadis era superior a otros caldos de enriquecimiento selectivos para Salmonella a partir de hisopados rectales en cerdos. Asi mismo, este metodo ha sido usado para el aislamiento de Salmonella en aves de vida libre (Khidhir y Aref, 2010) a partir de hisopados cloacales, asi como en tortugas Trachemys sp (Meza, 2015).

En este estudio se logro identificar enterobacterias diferentes a Salmonella, ya que el tipo de enriquecimiento (Rappaport-Vassiliadis) y el agar XLD permitio el aislamiento de especies de otros generos presentes en las muestras trabajadas, tales como Citrobacter freundii (13.5%), Morganella morganii (7.03%), Edwarsiella tarda (2.7%), Proteus miriabilis (0.5%) y Proteus vulgaris (5.9%) (Cuadro 3). Por otro lado, Caffer y Terragno (2008) mencionan que algunas cepas de Salmonella se pueden confundir con otras enterobacterias como C. freundii, P. miriabilis, P. vulgaris, E. tarda y M. morganii debido a que poseen caracteristicas bioquimicas similares (producen sulfhidrilo) y tambien se pueden encontrar en la flora bacteriana normal, pues son consideradas como patogenos oportunistas. Por este motivo, se incluyo un diagnostico diferencial, ya que al sembrarlas en el agar XLD crecen como colonias sospechosas de color negro.

Finalmente, dado que la prevalencia de Salmonella en aves de vida libre presenta una gran variacion entre estudios, no es posible determinar si la variacion es el resultado de diferentes metodos de muestreos y diseno de estudio aplicativo o si refleja una diferencia significativa en la prevalencia de la enfermedad entre diferentes localidades y paises.

http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v30i1.15698

Agradecimientos

Los autores agradecen a la Blga. Letty Salinas Sanchez y a Jacqueline Hernandez, del Departamento de Ornitologia del Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por el entrenamiento para la captura y reconocimiento de aves, asi como para la recoleccion de muestras.

LITERATURA CITADA

(1.) Abulreesh HH, Goulder R, Scott GW. 2007. Wild birds and human pathogens in the context of ringing and migration. Ringing & Migration 23: 193-200. doi: 10.1080/03078698.2007.9674363

(2.) Andres-Barranco S, Vico JP, Garrido V, Samper S, Herrera-Leon S, de Frutos C, Mainar-Jaime RC. 2014. Role of wild bird and rodents in the epidemiology of subclinical salmonellosis in finishing pigs. Foodborne Pathog Dis 11: 689-697. doi: 10.1089/fpd.2014.1755

(3.) Andres S, Vico JP, Garrido V, Grillo MJ, Samper S, Gavin P, Herrera-Leon S, et al. 2013. Epidemiology of subclinical salmonellosis in wild birds from an area of high prevalence of pig salmonellosis: phenotypic and genetic profiles of Salmonella isolates. Zoonoses Public Hlth 60: 355-365. doi: 10.1111/ j.1863-2378.2012.01542.x

(4.) Benskin CM, Wilson K, Jones K, Hartley IR. 2009. Bacterial pathogens in wild birds: a review of the frequency and effects of infection. Biol Rev Camb Philos 84: 349-373. doi: 10.1111/j.1469185X.2008.00076.x

(5.) Braconaro P. 2012. Caracterizacao das microbiotas bacteriana e fungica presentes em cloacas de passeriformes silvestres confiscados do trafico que serao submetidos a programas de soltura. Tese de Mestrado. Brasil: Univ. de Sao Paulo. 72 p.

(6.) Caffer M, Terragno R. 2008. Manual de procedimientos para la caracterizacion de Salmonella. Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas. Buenos Aires, Argentina: Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas. 37 p.

(7.) Figueroa IM, Verdugo RA. 2005. Mecanismos moleculares de patogenicidad de Salmonella spp. Rev Latinoam Microbiol 47: 25-42.

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(9.) Khidhir Z, Aref E. 2010. Isolation of Salmonella from some species of wild birds in Sulaimania. Al- Mustansiriya J Sci 21: 49-51.

(10.) Koepcke M. 1952. El gorrion europeo en el Peru. Mar del Sur 22: 63-72.

(11.) Marzluff J, Bowman R, Donnelly R. 2001. Avian ecology and conservation in an urbanizing world. Boston: Kluwer Academic Publ. 585 p.

(12.) Meza D. 2015. Identificacion, serotipificacion y determinacion del perfil de sensibilidad de Salmonella spp aisladas de cloacas de tortugas de orejas rojas (Trachemys sp) en cautiverio. Tesis de Medico Veterinario. Lima, Peru: Univ. Cientifica del Sur. 33 p.

(13.) Mirzaie S, Hassanzadeh M, Ashrafi I. 2010. Identification and characterization of Salmonella isolates from captured house sparrow. Turk J Vet Anim Sci 34: 181-186. doi: 10.3906/vet-0810-43

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(16.) Ralph J, Geupel G Pyle P, Tomas M, DeSante D, Mila B. 1996. Manual de metodos de campo para el monitoreo de aves terrestres. USA: USDA. 46 p.

(17.) Rybolt ML, Wills RW, Byrd JA, Doler TP, Bailey RH. 2004. Comparison of four Salmonella isolation techniques in four different inoculated matrices. Poultry Sci 83: 1112-1116. doi: 10.1093/ ps/83.7.1112

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(20.) Stewart R, Birch T, 2000. Cloacal microbes in house sparrow. Condor 102: 679-684. doi: 10.2307/1369801

(21.) Uribe C, Suarez MC. 2006. Salmonelosis no tifoidea y su transmision de alimentos de origen aviar. Colomb Medica 37: 151-158.

(22.) van Dongen WF, White J, Brandl HB, Moodley Y, Merkling T, Leclaire S, Blanchard P, et al. 2013. Age-related differences in the cloacal microbiota of wild bird species. BMC Ecol 13:11. doi: 10.1186/1472-6785-13-11

(23.) Waltman WD, Horne AM, Pirkle C, Dickson TG. 1991. Use of delayed secondary enrichment for the isolation of Salmonella in poultry and poultry environments. Avian Dis 35: 88-92. doi: 10.2307/1591299

Kathya Espinoza Ramirez [1], Siever Morales-Cauti [1, 2, 3]

[1] Laboratorio de Microbiologia, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Cientifica del Sur, Lima, Peru

[2] Laboratorio de Microbiologia y Parasitologia Veterinaria, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima Peru

[3] Email: sieverm@hotmail.com

Recibido: 25 de abril de 2018

Aceptado para publicacion: 1 de octubre de 2018
Cuadro 1. Aves silvestres capturadas para el estudio, segun Orden y
especie (n=185)

Orden              Especie                           Especimen

                                                 (n)          (%)

Passeriforme       Passer domesticus             118          63.8
                   Volatinia jacarina             31          16.8
                   Troglodytes aedon              4           2.2
                   Pyrocephalus rubinus           2           1.1
                   Molothrus bonariensis          1           0.5
Cuculiforme        Crotophaga sulcirostris        2           1.1
Columbiforme       Columbina cruziana             24          12.9
Psittaciforme      Forpus coelestis               3           1.6
Total                                            185         100.0

Cuadro 2. Distribucion porcentual de aislamiento de enterobacterias
usando el metodo de enriquecimiento temprano y tardio (n=185 muestras)

Especies bacterianas        Enriquecimiento     Enriquecimiento tardio
                               temprano

                             n           %           n           %

Salmonella spp               4          2.2          7          3.8
Citrobacter freundii        12          6.5         15          8.1
Morganella morganii          5          2.7         16          8.7
Edwarsiella tarda            1          0.5          4          2.2
Proteus miriabilis           0           0           1          0.5
Proteus vulgaris             0           0           1          5.9

Cuadro 3. Distribucion (n) de aislamiento de enterobacterias en
especies de aves silvestres de vida libre (n=185)

                 Passer        Volatinia     Pyrocephalus
                domesticus      jacarina        rubinus

                 (n=118)         (n=31)          (n=4)

Salmonella          6              1               0
spp
Citrobacter         10             0               3
freundii
Edwarsiella         1              2               0
tarda
Morganella          2              3               0
morganii
Proteus             1              0               0
miriabilis
Proteus             5              4               0
vulgaris

                 Forpus        Molothrus      Crotophaga
                coelestis     bonariensis     sulcirostris

                  (n=2)          (n=1)           (n=2)

Salmonella          0              0               0
spp
Citrobacter         0              0               0
freundii
Edwarsiella         0              0               0
tarda
Morganella          1              0               1
morganii
Proteus             0              0               0
miriabilis
Proteus             1              0               0
vulgaris

               Columbina     Forpus      Total (%)
                cruziana    coelestis

                 (n=24)       (n=3)       (n=185)

Salmonella         0            1           4.3
spp
Citrobacter        10           2           13.5
freundii
Edwarsiella        2            0           2.7
tarda
Morganella         4            2           7.0
morganii
Proteus            0            0           0.5
miriabilis
Proteus            1            0           5.9
vulgaris
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Author:Espinoza Ramirez, Kathya; Morales-Cauti, Siever
Publication:Revista de Investigaciones Veterinarias del Peru (RIVEP)
Date:Jan 1, 2019
Words:2816
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