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Resistencia antibiotica de enterobacterias aisladas de monos (Ateles, Callicebus y Lagothrix) en semicautiverio en un centro de Rescate, Peru.

ANTIBIOTIC RESISTANCE OF ENTEROBACTERIA ISOLATED FROM MONKEYS (ATELES, CALLICEBUS AND LAGOTHRIX) IN SEMI-CAPTIVITY IN A RESCUE CENTRE, PERU

INTRODUCCION

La familia Enterobacteriaceae se encuentra ampliamente distribuida en el medio ambiente y forman parte de la flora intestinal normal de los animales, incluyendo los primates no humanos; sin embargo, pueden llegar a actuar como patogenos oportunistas y producir enfermedad. Los generos de importancia veterinaria son Citrobacter, Edwardsiella, Enterobacter, Escherichia, Hafnia, Morganella, Proteus, Salmonella, Serratia y Shigella (Quinn et al., 2011).

En colonias de primates no humanos se ha reportado, asimismo, el aislamiento de bacterias de los generos Escherichia, Proteus, Enterobacter, Citrobacter y Edwardsiella a partir de hisopados rectales y muestreos coprologicos (Loureiro et al., 1985; Banish et al., 1993; Vargas et al., 2010). Ademas, en animales en cautiverio se han reportado bacterias del genero Salmonella, especialmente asociado con casos clinicos de diarrea (Loureiro et al., 1985; Lee et al., 2011; Ferreira et al., 2012; Rivera et al., 2013).

Las enterobacterias tienen gran capacidad de adaptacion a traves de mecanismos de mutaciones y recombinaciones genicas, que les permiten adquirir caracteristicas de resistencia a antibacterianos y otros factores de virulencia (Acha y Szyfres, 2001; Quinn y Markey, 2003; Garrity et al., 2005; Pachon, 2009; Quinn et al., 2011; Rivera et al., 2013).

La resistencia bacteriana es un fenomeno que sucede tanto en humanos como en animales y su estudio en el Peru es importante, porque hay muy poca informacion sobre el tema. Existen reportes de bacterias de importancia clinica, como Escherichia coli, Pseudomonsa aeruginosa, Klebsiella pneumoniae y Staphylococcus aureus, que han sido aisladas de animales silvestres en cautiverio, como en el azor (Accipiter gentilis), ardillas (Sciurus granatensis), buhos (Bubo virginianus) y gaviotas (Larus sp) (Steele et al., 2005; Ahmed et al., 2007)

En el presente estudio se muestrearon monos mantenidos en semicautiverio, habitantes de las reservas de La Media Luna (Loreto) y Tarangue (San Martin), bases del 'Centro de Rescate y Rehabilitacion de Primates Ikamaperu'. Los monos son miembros de las especies Ateles belzebuth, A. chamek, Callicebus oenanthe, Lagothrix cana y L. lagotricha. De acuerdo a la Lista Roja de la Union Internacional para la Conservacion de la Naturaleza (UICN), son especies consideradas en la categoria Amenazada (Boubli et al., 2008; Palacios et al., 2008; Wallace et al., 2008; Veiga et al., 2011), siendo el mono tocon de San Martin (C. oenanthe) una especie endemica del Peru (Boveda-Penalba et al., 2009) y que ademas ha sido declarada como parte de la lista de los 25 primates que se encuentran en mayor peligro a nivel mundial (Schwitzer et al., 2014).

La convivencia entre animales silvestres, domesticos y el humano, relacionado con la resistencia antimicrobiana y sus consecuencias ha sido muy poco estudiada (Vargas et al., 2010). Por ello, el objetivo de este estudio fue aislar enterobacterias de animales criados en semicautiverio y determinar su resistencia antibiotica.

MATERIALES Y METODOS

Poblacion Animal

El muestreo se hizo en la totalidad de la poblacion de los primates no humanos (N=56) que se encontraba en semicautiverio en las dos bases del Centro de Rescate y Rehabilitacion de primates Ikamaperu, con resolucion administrativa No 006-2008-INRENATFFS-Yurimaguas (Cuadro 1). Los animales provienen de confiscaciones del trafico ilegal de fauna silvestre en Lima y provincias y se encontraban en proceso de rehabilitacion con el fin de una posterior reintroduccion a su habitat natural.

Toma de Muestras

Para la contencion quimica, los animales fueron anestesiados, previo ayuno, con ketamina (5 mg/kg PV) y diazepam (10 mg/ kg PV), via IM, mediante el uso de una cerbatana. Se registro el sexo y edad aproximada de cada primate, asi como la temperatura rectal, frecuencia cardiaca y frecuencia respiratoria durante el proceso anestesico.

Se tomaron muestras de contenido rectal mediante hisopos esteriles humedecidos en solucion salina. Los hisopos con las muestras se depositaron en tubos de tapa rosca que contenian el medio de transporte bacteriano agar Stuart (Merck[R]). Las muestras fueron conservadas y transportadas durante 72 h, aproximadamente, en cajas de poliestireno expandido (Telgopor[R]) con refrigerantes a temperaturas entre 4 y 8[grados]C al Laboratorio de Microbiologia de la Uni versidad Cientifica del Sur, Lima, para su procesamiento.

Procesamiento de las muestras

Promocion de crecimiento

Los hisopos se inocularon en tubos con caldo de enriquecimiento Tripticasa Soya (TSB, Merck) y fueron incubados durante 24 h a 37[grados]C.

Siembra en medios de cultivo

Las muestras inoculadas en caldo TSB fueron sembradas a partir de una anzada por agotamiento en agar sangre y agar MacConkey (MC), e incubadas durante 24 h a 37[grados]C. Se realizo la tincion Gram con las colonias resultantes y se hicieron las pruebas bioquimicas correspondientes.

Las colonias seleccionadas fueron sometidas a las siguientes pruebas bioquimicas: citrato de Simmons, hierro tres azucares (TSI), descarboxilacion de lisina (LIA), sulfuro de hidrogeno-indol-motilidad (SIM), ureasa, catalasa y oxidasa. Tras una incubacion de 24 h a 37[grados]C, se cotejaron los resultados para su identificacion.

Prueba de sensibilidad antibiotica

Esta prueba se desarrollo de acuerdo al metodo de Kirby-Bauer. Para ello, se inoculo la cepa en placas de agar Mueller Hinton (MH), y se colocaron los discos antibioticos a evaluar. Tras una incubacion de 24 h a 37[grados]C se realizo la lectura de los halos de inhibicion del crecimiento. Los resultados fueron interpretados segun las tablas de estandares de halos de inhibicion, y la sensibilidad de las cepas fue reportada como sensible (S), sensibilidad intermedia (I) o resistente (R) (INS, 2002).

Se evaluo el perfil de sensibilidad de las cepas aisladas frente a los antibioticos amikacina (AK), amoxicilina-acido clavulanico (AMC), ampicilina-sulbactam (SAM), cefalotina (CF), cefuroxima (CXM), ceftriaxona (CTR), cloranfenicol (C), enrofloxacino (E), gentamicina (GE), sulfametoxazol-trimetoprim (SXT), tetraciclina (TE) y tobramicina (TB).

RESULTADOS

Se aislaron 106 cepas bacterianas (Cuadro 2) de la familia Enterobacteriaceae (31 cepas en primates de la Reserva Tarangue y 75 cepas en primates de la Reserva La Media Luna).

De estos, las bacterias con mayor porcentaje de aislamiento fueron la E. coli (n=45) y la Serratia (n=29); mostrando la E. coli sensibilidad a ceftriaxona el 93.3% (42/45), ampicilina-sulbactam 86.7% (39/45), sulfametoxazol-trimetoprim 84.4% (38/45), amikacina 80.0% (36/45), amoxicilina.acido clavulonico 73% (33/45), cloranfenicol 71% (32/45), enrofloxacina con 71% (32/45), tobramicina 60% (27/45), tetraciclina 53.3% (24/45), cefalotina 37.8% (17/45); y Serratia sp. cuya sensibilidad a gentamicina es del 100% (29/29), amikacina 93.1% (27/29), sulfametoxazol-trimetoprim 89.7% (26/29), ampicilina-sulbactam 79.3% (23/29), ceftriaxsona 79.3% (23/29), enrofloxacina (17/29), cloranfenicol (16/29), tobramicina (15/29), tetraciclina (5/29), entre otros.

La Figura 1 muestra los porcentajes de sensibilidad, sensibilidad intermedia y resistencia de las cepas aisladas frente a cada uno de los 12 antibioticos en estudio. Las mayores sensibilidades se observaron frente a gentamicina (97.2%), ceftriaxona (88.7%), sulfatrimetroprim (86.8%) y amikacina (84.9%).

DISCUSION

La bacteria aislada de mayor frecuencia fue E. coli fue (42.5%), seguido de bacterias del genero Serratia (27.4%). Estas y las demas que fueron encontradas representan un potencial riesgo de infeccion, ya que los microorganismos podrian actuar como patogenos oportunistas y producir enfermedad en la poblacion animal en estudio, asi como ser transmitidos a los seres humanos que entren en contacto con ellos (Loureiro y Carvalho, 1984; Quinn et al., 2002; Simmons y Gibson, 2012). No obstante, el perfil de sensibilidad antibiotica demostro que existen opciones antibioticas que podrian evaluarse con un antibiograma para el control de un eventual brote de enfermedad en los animales.

Las diferencias en especies de bacterias entre las reservas podrian deberse al desigual numero de muestras colectadas, asi como por su localizacion geografica, pues si bien ambas reservas se encuentran en zona de selva, la oferta de frutos y hojas como fuentes de alimentacion es diferente y esto influye en la flora bacteriana intestinal de los primates.

En general (Figura 1), los aislados bacterianos mostraron mayor mayor porcentaje de sensibilidad frente a gentamicina (97.2%), amikacina (84.9%) y ceftriaxona (88.7%) y los antibioticos con mayor porcentaje de resistencia fueron cefalotina (46.2%), amoxicilina-acido clavulanico (31.1%), tobramicina (30.2%) y tetraciclina (24.5%). En relacion al perfil de sensibilidad antibiotica mostrado por las cepas de los generos mas prevalentes en el presente estudio, las cepas de E. coli (n=45) no presentaron resistencia a gentamicina, tal como sucedio con las 31 cepas de E. coli reportada por Vargas et al. (2010) en muestras rectales y nasales de aves y mamiferos del Zoologico de Barranquilla, entre los que se encontraban primates no humanos.

La alta sensibilidad de las cepas de E. coli (n=45) a ceftriaxona (93.3%), ampicilina -sulbactam (86.7%), sulfametoxazol trimetoprim (84.4%) y amikacina (80.0%) concuerda con el estudio de Hauser (2012). Esto evidencia que la caracteristica de resistencia o sensibilidad de las cepas bacterianas es determinada de forma multifactorial, y estaria influenciado por las condiciones ambientales, fisicas y quimicas, y tipo de hospederos, entre otros.

El segundo genero que presento mayor prevalencia fue Serratia (n=29), cuyo perfil de sensibilidad mostro que las cepas fueron sensibles a gentamicina (100%), amikacina (93.1%) y sulfametoxazol-trimetoprim (89.7%). Hauser (2012) indica que los miembros de este genero generalmente son sensibles a sulfametoxazol-trimetoprim y aminoglucosidos. Asimismo, senala que generalmente son resistentes a las penicilinas (amoxicilina y ampicilina); sin embargo, la resistencia a amoxicilina-acido clavulanico y ampicilina-sulbactam en este estudio fue de 44.8 y 10.4%, respectivamente, debido a que ambas aminopenicilinas estaban asociadas a un agente inhibidor de betalactamasas, como son el acido clavulanico y el sulbactam.

En relacion al genero Salmonella, se aislo S. arizonae con una prevalencia de 3.8%. Otros autores reportan la presencia de Salmonella spp en muestras fecales de una diversidad de especies de primates no humanos, incluyendo Alouatta clamitans, Saimiri sciureus, Lagothrix lagotricha, Cebus albifrons y Cebus apella (Souza-Junior et al., 2008; Ferreira et al., 2012; Rivera et al., 2013), aunque no necesariamente presentaban signos de infeccion por Salmonella. En este estudio, las cuatro cepas de S. arizonae fueron sensibles a ceftriaxona y tres de ellas a amikacina, cefuroxima, gentamicina y sulfametoxazol-trimetoprim. Este resultado concuerda con Hauser (2012), quien indica que Salmonella spp es sensible a quinolonas, cefalosporinas de tercera generacion y sulfametoxazol-trimetoprim.

Las dos cepas que se aislaron del genero Shigella son de importancia, ya que un brote de shigelosis en una colonia de primates no humanos puede llevar a los animales a la muerte si no es tratada a tiempo y de manera adecuada (Nizeyi et al., 2001; Lee et al. 2011). Ademas, existe un riesgo potencial de transmision de la bacteria al ser humano (Loureiro y Carvalho, 1984).

CONCLUSIONES

* Los generos bacterianos mas prevalentes en los monos Ateles, Callicebus y Lagothrix que viven en semicautiverio en un centro de rescate en los departamentos de San Martin y Loreto, Peru, fueron Escherichia con 42.5% (45/106), y Serratia con 27.4% (29/106).

* Las cepas aisladas mostraron mayor grado de resistencia a cefalotina (46.2%), amoxicilina-acido clavulanico (31.1%), tobramicina (30.2%) y tetraciclina (24.5%).

http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v28.i2.13073

LITERATURA CITADA

[1.] Acha PN, Szyfres B. 2001. Shigelosis. En: Zoonosis y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales. Vol 1. Bacteriosis y micosis. 3a ed. Washington DC: OPS. p 255-259.

[2.] Ahmed AM, Motoi Y, Sato M, Maruyama A, Watanabe H, Fukumoto Y, Shimamoto T. 2007. Zoo animals as reservoirs of Gram-negative bacteria harboring integrons and antimicrobial resistance genes. Appl Environ Microbiol 73: 6686-6690. doi: 10.1128/AEM.01054-07

[3.] Banish LD, Sims R, Sack D, Montali RJ, Phillips L Jr, Bush M. 1993. Prevalence of shigellosis and other enteric pathogens in a zoologic collection of primates. J Am Vet Med Assoc 203: 126-132.

[4.] Boubli JP, Di Fiore A, Rylands AB, Wallace RB. 2008. Lagothrix cana. The IUCN Red List of Threatened Species. [Internet]. Disponible en: http://www.iucnredlist.org/details/39925/0

[5.] Boveda-Penalba A, Vermeer J, Rodrigo F, Guerra-Vasquez F. 2009. Preliminary report on the distribution of Callicebus oenanthe on the eastern feet of the Andes. Int J Primatol 30: 467-480. doi: 10.1007/s10764-009-9353-2

[6.] Ferreira DRA, Santos A de S, Wagner PGC, Reis EMF dos, Pinheiro Junior JW, Porto WJN, et al. 2012. Ocorrencia de Salmonella spp em Cebus spp mantidos em centros de triagem de animais silvestres no nordeste do Brasil. Biotemas 25: 181-186. doi: 10.5007/2175-7925.2012v25n2p181

[7.] Garrity GM, Brenner DJ, Krieg NR, Staley JR. 2005. Order XIII. Enterobacteriales. In: Bergey's manual of systematic bacteriology. Vol 2. The Proteobacteria, Pt. B. The Gammaproteobacteria. 2nd ed. New York: Springer. p 587-849.

[8.] Hauser AR. 2012. Gram-negative bacteria. In: Antibiotic basics for clinicians: the ABCs of choosing the right antibacterial agent. 2nd ed. Baltimore: Lippincott Williams & Wilkins. p 121-144.

[9.] [INS] Instituto Nacional de Salud. 2002. Manual de procedimientos para la prueba de sensibilidad antimicrobiana por el metodo de disco difusion: serie de normas tecnicas No 30. Lima: INS. Ministerio de Salud del Peru. 67 p.

[10.] Lee JI, Kim SJ, Park CG 2011. Shigella flexneri infection in a newly acquired rhesus macaque (Macaca mulatta). Lab Anim Res 27: 343-346. doi: 10.5625/lar.2011.27.4.343

[11.] Loureiro ECB, Carvalho RA. 1984. Surto de shigelose entre primatas nao humanos mantidos em cativeiro. Rev Latinoam Microbiol 26: 305-308.

[12.] Loureiro ECB, Muniz JAPC, Kingston WR. 1985. Enterobacterias detectadas em primatas capturados na regiao amazonica do Brasil. Rev Fund SESP 30: 12112-6.

[13.] Nizeyi JB, Innocent RB, Erume J, Kalema GRNN, Cranfield MR, Graczyk TK. 2001. Campylobacteriosis, salmonellosis, and shigellosis in free-ranging human-habituated mountain gorillas of Uganda. J Wildl Dis 37: 239244.

[14.] Pachon D. 2009. Aislamiento, identificacion y serotipificacion de enterobacterias del genero Salmonella en una poblacion de Crocodylus intermedius y testudinos mantenidos en cautiverio en la Estacion de Biologia Tropical Roberto Franco E.B.T.R.B de la Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia en Villavicencio-Meta. Tesis de Grado. Bogota: Pontificia Universidad Javeriana. 115 p.

[15.] Palacios E, Boubli JP, Stevenson P, Di Fiore A, de la Torre S. 2008. Lagothrix lagotricha. The IUCN Red List of Threatened Species. [Internet]. Disponible en: http://www.iucnredlist.org/details/11175/0

[16.] Quinn PJ, Markey BK. 2003. Enterobacteriaceae 2. En: Elementos de microbiologia veterinaria. Zaragoza: Ed Acribia. p 77-80.

[17.] Quinn PJ, Markey BK, Carter ME, Donnelly WJC, Leonard FC. 2002. Enterobacteriaceae. En: Microbiologia y enfermedades infecciosas veterinarias. Zaragoza: Ed Acribia. p 125-146.

[18.] Quinn PJ, Markey BK, Leonard FC, Fitzpatrick ES, Fanning S, Hartigan PJ. 2011. Enterobacteriaceae. In: Veterinary microbiology and microbial disease. 2nd ed. United Kingdom: Wiley Blackwell. p 263-286.

[19.] Rivera LG, Ortegon LH, Estrada G, Granja YT, Nunez JM. 2013. Aislamiento, identificacion y patron de sensibilidad antimicrobiana de Salmonella spp en primates en cautiverio. Rev Colomb Cienc Anim 5: 131-144.

[20.] Schwitzer C, Mittermeier RA, Rylands AB, Taylor LA, Chiozza F, Williamson EA, et al. 2014. Primates in peril: the world's 25 most endangered primates 2012-2014. Bristol, UK: International Primatological Society. 87 p.

[21.] Simmons J, Gibson S. 2012. Bacterial and mycotic diseases of nonhuman primates. In: Abee CR, Mansfield K, Tardif S, Morris T (eds). Nonhuman primates in biomedical research. Vol 2. 2nd ed. Canada: Academic Press. p 105172.

[22.] Souza Junior JC de, Hirano ZM, Avila-Pires FD de, Vieira GR. 2008. Nota sobre infeccao por Salmonella sp e Shigella sp em bugios-ruivos, Alouatta clamitans (Primates: Atelidae) mantidos em cativeiro. Braz J Vet Res Anim Sci 45: 266-268.

[23.] Steele C, Brown R, Botzler R. 2005. Prevalences of zoonotic bacteria among seabirds in rehabilitation centers along the coast of California and Washington, USA. J Wildl Dis 41: 735-744. doi: 10.7589/0090-3558-41.4.735

[24.] Vargas J, Mattar S, Monsalve S. 2010. Bacterias patogenas con alta resistencia a antibioticos: estudio sobre reservorios bacterianos en animales cautivos en el zoologico de Barranquilla. Infectio 14(1): 6-19. doi: 10.1016/S01239392(10)70088-6

[25.] Veiga L, Boveda-Penalba A, Vermeer J, Tello-Alvarado JC, Cornejo F. 2011. Callicebus oenanthe. The IUCN Red List of Threatened Species [Internet]. Disponible en: http://www.iucnredlist.org/details/3553/0

[26.] Wallace RB, Mittermeier RA, Cornejo F, Boubli JP. Ateles chamek. The IUCN Red List of Threatened Species [Internet]. Disponible en: http:// www.iucnredlist.org/details/41547/0

Claudia Medina G. (1), Siever Morales C. (2,4), Miluska Navarrete Z. (3)

(1) Carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Cientifica del Sur, Lima, Peru

(2) Laboratorio de Microbiologia y Parasitologia Veterinaria, 3 Laboratorio de Anatomia Animal y Fauna Silvestre, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Nacional Mayor de San Marcos, Lima, Peru.

(4) Email: sieverm@hotmail.com

Recibido: 3 de mayo de 2016

Aceptado para publicacion: 30 de noviembre de 2016
Cuadro 1. Numero de primates evaluados segun especie sexo y
localidades de muestreo. Centro de Rescate y Rehabilitacion de
primates Ikamaperu, Peru

                                       Total   Sexo
                                        (n)
Lugar           Especie                        Macho   Hembra
                                                (n)     (n)

Tarangue        Ateles chamek           13       3       10
                Callicebus oenanthe      1       1       0
La Media Luna   Lagothrix lagotricha    35      12       23
                Lagothrix cana           1       0       1
                Ateles belzebuth         6       4       2

Cuadro 2. Distribucion porcentual de los aislados bacterianos
de la familia Enterobacteriaceae segun el lugar de muestreo (n=106)

Bacteria                          Tarangue     La Media
                                                 Luna

                                  n      %     n      %

Citrobacter    C. amalonaticus    1     3.2    2     2.7
               C. freundii        4    12.9    4     5.3
Edwarsiella    E. tarda           0      -     3     4.0
Enterobacter   E. aerogenes       3     9.7    3     4.0
               E. agglomerans     0      -     1     1.3
Escherichia    E. coli            10   32.3    35   46.7
Hafnia         H. alvei           0      -     1     1.3
Providencia    P. alcalifaciens   3     9.7    0      -
Proteus        P. vulgaris        0      -     1     1.3
Salmonella     S. arizonae        2     6.5    2     2.7
Serratia       S. liquefaciens    2     6.5    1     1.3
               S. marcescens      1     3.2    6     8.0
               S. odorifera       1     3.2    5     6.7
               S. rubidaea        3     9.7    10   13.3
Shigella       Shigella sp        1     3.2    1     1.3
Total                             31   100.0   75   100.0

Bacteria                            Total

                                   n      %

Citrobacter    C. amalonaticus     3     2.8
               C. freundii         8     7.6
Edwarsiella    E. tarda            3     2.8
Enterobacter   E. aerogenes        6     5.7
               E. agglomerans      1     0.9
Escherichia    E. coli            45    42.5
Hafnia         H. alvei            1     0.9
Providencia    P. alcalifaciens    3     2.8
Proteus        P. vulgaris         1     0.9
Salmonella     S. arizonae         4     3.8
Serratia       S. liquefaciens     3     2.8
               S. marcescens       7     6.6
               S. odorifera        6     5.7
               S. rubidaea        13    12.3
Shigella       Shigella sp         2     1.9
Total                             106   100.0

Figura 1. Distribucion porcentual de la sensibilidad de 106
aislados bacterianos de hisopados rectales de primates no
humanos frente a los 12 antibioticos.

AK: amikacina, AMC: amoxicilina--acido clavulanico, SAM:
ampicilina--sulbactam,

CF: cefalotina, CXM: cefuroxima, CTR: ceftriaxona, C: cloranfenicol,
E: enrofloxacino,

GE: gentamicina, SXT: sulfametoxazol--trimetoprim, TE: tetraciclina,
TB: tobramicina.

S: sensible, I: sensibilidad intermedia, R: resistente

     AK    AMC    SAM     CF    CXM    CTR     C      E      GE

S   84.9   53.8   77.4   37.7   72.6   88.7   60.4   70.8   97.2
I   11.3   15.1   12.3   16.0   14.2   11.3   23.6   29.2   2.8
R   3.8    31.1   10.4   46.2   13.2   0.0    16.0   0.0    0.0

    SXT     Te     TB

S   86,8   37.7   53.8
I   3.8    37.7   16.0
R   9.4    24.5   30.2

Nota: Tabla derivada de grafico de barra.
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Author:Medina G., Claudia; Morales C., Siever; Navarrete Z., Miluska
Publication:Revista de Investigaciones Veterinarias del Peru (RIVEP)
Article Type:Report
Date:Apr 1, 2017
Words:3395
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