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Prevalencia y distribucion de los principales agentes etiologicos que afectan los langostinos silvestres en Tumbes, Peru.

Prevalence and distribution of the principal etiologic agents that affecting wild shrimps from Tumbes, Peru

Introduccion

La actividad de cultivo de langostinos o camarones peneidos en el Peru esta concentrada en la Region Tumbes, en ambientes aledanos al ecosistema de manglares y esteros. Se ha demostrado que muchos patogenos que causan enfermedades en los sistemas de cultivo provienen de poblaciones naturales, de las mismas especies o de especies emparentadas a las cultivadas. Asi mismo, las enfermedades de las especies en cultivo, tambien pueden afectar a las poblaciones naturales poniendo en riesgo su estatus sanitario (Raynard et al. 2007).

Los langostinos peneidos tanto silvestres como de cultivo, son afectados por diversos agentes patogenos, principalmente de naturaleza viral y bacteriana. Las infecciones virales son consideradas las mas importantes desde el punto de vista epidemiologico, causando perdidas significativas en la produccion de langostinos en todo el mundo.

Una de las enfermedades de peneidos mas letales, es la producida por el virus de la mancha blanca (white spot syndrome virus, WSV o WSSV), que ademas afecta varias especies de crustaceos decapodos de ambientes marinos, estuarinos y de agua dulce (Lo et al. 1996, Corbel et al. 2001, Chakraborty et al. 2002, Sanchez-Martinez et al. 2007). Esta enfermedad puede producir mortalidades acumulativas en estanques de cultivo del 80 al 100% despues de 7 a 10 dias de la infeccion (Nakano et al. 1994).

El Baculoviruspenaei (BP), es considerado enzootico en peneidos silvestres del continente Americano y Hawai. Se tienen registros de su presencia en langostinos silvestres y de cultivo de varias regiones de la costa del Pacifico, desde Peru a Mexico y en paises como Brasil, Cuba y el sureste de los Estados Unidos (OIE 2006, Lightner 1996, Fajer et al. 1998). Son susceptibles a la infeccion por BP algunas especies de los generos Litopenaeus, Farfantepenaeus y Penaeus (Lightner 1996); ha producido elevadas mortalidades en estadios de larvas y postlarvas, asi como reduccion de la alimentacion y bajas tasas de crecimiento (Morales & Cuellar-Anjel 2008).

Otro agente patogeno que infecta a la mayoria de las especies de peneidos, es el virus de la necrosis hipodermica y hematopoyetica infecciosa (IHHNV, Infectious hypodermal and haematopoietic necrosis virus), que produce infecciones graves en juveniles y pre-adultos de L. stylirostris; causando mortalidades masivas en esta especie (OIE 2006). En L. vannamei, la infeccion por IHHNV es de tipo cronico, produciendo deformidad cuticular y crecimiento reducido e irregular (Lightner 1996). Este virus se encuentra distribuido a nivel mundial, tanto en langostinos silvestres como de cultivo (Morales & Cuellar-Anjel 2008). En el hemisferio occidental, ha sido descrito desde Peru a Mexico, incluyendo Hawai, la Polinesia Francesa y Nueva Caledonia; ademas, ha sido reportado en varios paises de Asia y en el medio oriente (OIE 2006).

[FIGURA 1 OMITIR]

El virus del sindrome de Taura (TSV), aparecio inicialmente en Ecuador en el ano 1992, y ahora se encuentra distribuido en muchos paises de America Central, Sudamerica y Hawai (Lightner 1996). Tambien, ha sido registrado hace algunos anos en Taiwan y China, siendo el origen de la infeccion la especie L. vannamei procedente del hemisferio occidental (Lien et al. 2002). Se han documentado infecciones en poblaciones silvestres de L. vannamei, L. stylirostris y L. setiferus, siendo en los estadios posteriores a postlarvas 12 y juveniles de langostinos, las infecciones mas severas (Morales & Cuellar-Anjel 2008). La enfermedad producida por TSV presenta tres fases bien definidas, una fase aguda en el cual se produce la mayor mortandad de langostinos; la fase de transicion o recuperacion y la fase cronica, donde los langostinos infectados no muestran sintomas de la enfermedad.

Entre los patogenos bacterianos de importancia, la NHPB (bacteria de la necrosis del hepatopancreas) produce una enfermedad severa, con mortalidades entre 20 a 90% en los sistemas de cultivo (Loy et al. 1996). Esta bacteria ha sido reportada solo en peneidos de America y ha sido reconocida en diferentes especies, entre ellas: L. vannamei, L. aztecus, L. setiferus, L. stylirostris y F. californiensis.

Los patogenos seleccionados y evaluados en esta investigacion, tienen caracteristicas comunes tales como generar perdidas significativas de produccion, afectar a poblaciones naturales de crustaceos acuaticos y presentar rapida propagacion en poblaciones de cultivo.

En el presente trabajo, se estudio la prevalencia y distribucion de patogenos virales y bacterianos en peneidos silvestres en ambientes naturales aledanos a las zonas de cultivo de la Region Tumbes.

Material y metodos

Area de estudio.- Se evaluaron seis canales de marea del ecosistema de manglar de la Region Tumbes (Fig. 1), ubicados en las provincias de Tumbes y Zarumilla: Boca del rio Tumbes (3[grados]30'28,92"S; 80[grados] 29'49,86"W), El Alcalde (3[grados]30'56,22"S; 80[grados]26'36,12"W), Jeli (3[grados]29'43,98"S; 80[grados]22'28,98"W), El Bendito (3[grados]26'59,76"S; 80[grados]19'3,6"W), Soledad (3[grados]27'31,86"S; 80[grados]18'30,48"W) y Algarrobo (3[grados]28'13,68"S; 80[grados]17'53,34"W). Debido a la poca captura de langostinos para completar la muestra minima requerida, a partir de junio hasta diciembre se incorporo al estudio el canal de marea Envidia (3[grados]27'18,36"S; 80[grados]18'45,42"W). Estos canales de marea, ademas de ser los mas accesibles, se encuentran aledanos a las zonas de cultivo de langostinos y sirven como zona de captacion de agua y descarga de efluentes por las empresas langostineras, lo que los hace de utilidad para este estudio.

Colecta de muestras.- Entre los meses de marzo a diciembre de 2009, se capturaron juveniles y pre-adultos de langostinos silvestres con periodicidad quincenal. La captura se realizo mediante lances de atarraya, hasta completar un minimo de 20 ejemplares por canal de marea. Las muestras de langostinos obtenidas fueron etiquetadas y transportadas en hielo al Laboratorio de Sanidad Acuicola de la Sede IMARPE Tumbes. En el laboratorio, se tomaron datos individuales de los langostinos como peso, talla y alguna caracteristica adicional externa de interes (flacidez, coloracion rojiza, musculo blanco, deformidad o necrosis cuticular). Las branquias y hepatopancreas fueron extraidos y conservados en etanol al 96% y almacenadas a -20 [grados]C, hasta su analisis respectivo.

Extraccion de acidos nucleicos.- Las extracciones de ADN se realizaron por individuo, utilizando el metodo estandar CTAB-DTAB (Gustincich et al. 1991) con modificaciones. En un microtubo de 1,5 mL se coloco 25 mg del tejido branquial y se agrego 600 [micron]L de solucion DTAB (dodeciltrimetilamonio bromuro 8%, NaCl 1,5 M, Tris HCl 100 mM pH 8,8 y EDTA 50 mM), a los tejidos de hepatopancreas se anadio ademas 100 [micron]L de EDTA 500 mM. Con la ayuda de un micromacerador de plastico se homogenizo el tejido, la mezcla fue incubada a 75[grados]C por 5 min, despues de lo cual se agrego 700 [micron]L de cloroformo HPLC, se mezclo en vortex y se centrifugo en una microcentrifuga a 12000 rpm por 5 min. El sobrenadante (250 [micron]L) fue transferido a otro microtubo de 1,5 mL que contenia 100 [micron]L de solucion CTAB (5% cetiltrimetilamonio bromuro, 0,4 M NaCl) y 900 [micron]L de agua destilada autoclavada; se mezclo, incubo a 75[grados]C por 5 min y centrifugo a 12000 rpm por 10 min; el sobrenadante fue descartado y el pellet resuspendido en 150 [micron]L de solucion disolvente (NaCl 1,2 M) se incubo a 75[grados]C por 5 min y se centrifugo a 12000 rpm por 5 min. Finalmente la solucion fue transferida a un nuevo microtubo con 300 [micron]L de etanol 95%, se mezclo y centrifugo nuevamente a 12000 rpm por 5 min, el pellet fue lavado con etanol al 75%, secado por 10 min y resuspendido con agua ultrapura.

Las extracciones de ARN se realizaron por grupos de 5 ejemplares, con el kit de extraccion de ARN del Laboratorio IQ-2000[TM] (GeneReach Biotechnology Corp, Taiwan) siguiendo las indicaciones del fabricante.

Analisis por PCR.- Los cebadores especificos para los diferentes patogenos en estudio y sus productos de amplificacion, se muestran en la Tabla 1. Las muestras fueron analizadas mediante la tecnica de PCR simple para el descarte de la NHPB. Las reacciones se realizaron en mezclas de 20 [micron]L, con 2 [micron]L de buffer Taq 10X (100 mM Tris-HCl pH 8,8, 500 mM KCl y 0,8% de Nonidet P-40), 1,5 mM de Mg[Cl.sub.2], 0,125 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa recombinante (Fermentas Life Sciences, Lituania), 10 pmol de cada cebador y 2 [micron]L de ADN extraido. El perfil de la PCR se realizo en un termociclador (9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA), este consta de 35 ciclos de 94[grados]C por 30 s, 58[grados]C por 30 s, 72[grados]C por 1 min y una extension final a 72[grados]C por 5 min.

Para la deteccion del IHHNV, se preparo un volumen de reaccion final de 20 [micron]L, constituida por 2 [micron]L de buffer Taq 10X, 2 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 150 ng de cada cebador y 2 [micron]L de ADN extraido. El programa de la PCR (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA) consta de un ciclo a 94[grados]C por 5 min, 35 ciclos de 95[grados]C por 30 s, 55[grados]C por 30 s, 72[grados]C por 1 min y una extension final a 72[grados]C por 5 min.

El Baculovirus penaei fue analizado utilizando un volumen de reaccion de 20 [micron]L, constituido por 2 [micron]L de buffer Taq 10X, 1,5 mM de Mg[Cl.sub.2], 0,2 mM de cada dNTPs, 1 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 5 pmol de cada cebador y 2 [micron]L de ADN extraido. La PCR (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA) se realizo con un ciclo a 95[grados]C por 5 min, 30 ciclos de 94[grados]C por 30 s, 58[grados]C por 45 s, 72[grados]C por 45 s y una extension final a 72[grados]C por 5 min.

Se utilizo nested PCR para deteccion del WSV, siendo 50 [micron]L el volumen final de cada reaccion, constituido por 5 [micron]L de buffer Taq 10X, 1,5 mM de Mg[Cl.sub.2], 0,2 mM de cada dNTPs, 1 U de Taq ADN polimerasa recombinante, 10 pmol de cada cebador y 1 [micron]L de ADN extraido. La PCR fue realizada en un termociclador (Thermolyne Amplitron II, USA), el perfil de amplificacion consta de un ciclo de 94[grados]C por 5 min, seguido de 30 ciclos de 94[grados]C por 30 segundos, 52[grados]C por 30 segundos y 72 [grados]C por 45 segundos y una extension final a 72[grados]C por 5 minutos.

La deteccion del TSV se realizo con RT-PCR, la sintesis del ADN complementario (ADNc), se preparo siguiendo el protocolo descrito por Fermentas Life Sciences (Lituania), utilizando para este fin 20 pmol de cebadores especificos y 2 [micron]L de ARN extraido en un volumen final de 11 [micron]L por cada microtubo de reaccion. Se procedio a incubar a 70[grados]C por 5 min y posteriormente se agrego una mezcla de 20 [micron]L con los siguientes componentes: 4 [micron]L de buffer 5X (250 mM Tris-HCl pH 8,3, 250 mM KCl, 20 mM MgCl2, 50 mM DTT), 0,5 U de inhibidor de RNasa (Fermentas), 200 U de enzima RT M-M[micron]LV (Fermentas), 1 mM de cada dNTPs y 13,7 [micron]L de agua ultrapura.

La RT-PCR se efectuo mediante un ciclo a 42[grados]C por 60 min y un ciclo a 70[grados]C por 10 min (termociclador 9800 Fast Thermal Cycler, Applied Biosystems, USA). La PCR se realizo en un volumen final de 20 [micron]L, utilizandose 2 [micron]L de buffer Taq 10X, 2,5 mM de MgCl2, 0,2 mM de cada dNTPs, 1,25 U de Taq ADN polimerasa (Fermentas), 10 pmol de cada cebador y 2 [micron]L de ADNc. El programa de amplificacion consto de un ciclo a 94[grados]C por 5 min, seguido de 30 ciclos de 94[grados]C por 30 segundos, 60[grados]C por 30 segundos y 72[grados]C por 45 segundos y una extension final a 72[grados]C por 5 minutos.

Los productos de amplificacion fueron verificados por electroforesis (TAE 1X), en geles de agarosa al 1%, tenidos con bromuro de etidio (0,5 ug/mL) y por electroforesis en TAE 1X.

Analisis de datos.- Los datos fueron procesados en el programa Working in Epidemiology (de Blas 2006, http://www. winepi.net/), con un nivel de confianza del 95%. La distribucion de los diferentes patogenos fue procesada en la hoja de calculo Microsoft Office Excel y en el programa Surfer.

Resultados

Prevalencia.- Un total de 1926 langostinos de las especies L. vannamei, L. stylirostris y F. californiensis fueron colectados (Tabla 2). La mayoria de especimenes capturados presentaron aparente buen estado de salud y los signos de enfermedad observados en algunos casos fueron coloracion rosada del cuerpo, opacidad difusa y lechosa del musculo, expansion de cromatoforos del epitelio cuticular, uropodos rojos, branquias oscuras o necrosis multifocal en cuticula.

Las mayores prevalencias obtenidas, corresponden a los patogenos WSV (2,75%) y BP (1,61%), sin obtenerse resultados positivos al TSV (Tabla 3). Teniendo en cuenta la poblacion en estudio, se estimaron las prevalencias maximas y minimas de cada uno de los patogenos enzooticos de la zona en estudio (Fig. 2).

Se observo que las especies L. vannamei y L. stylirostris son infectados por WSV, BP y NHPB; solo L. vannamei es infectado por IHHNV. En F. californiensis, se encontro a los virus BP y WSV con valores de prevalencia iguales (1,72%) (Fig. 3).

Los valores de prevalencia puntual maxima para WSV se encontraron en la ultima quincena de junio (10,17%) y primera quincena de julio (16,30%) y los mas bajos entre los meses de setiembre a diciembre (0,00 a 2,08%). La NHPB presento un comportamiento similar al WSV, presentandose brotes de infeccion por esta bacteria en la epoca de menores temperaturas (4,62%). El BP mantiene valores constantes entre los meses de marzo a mayo, pero desde setiembre hasta noviembre se registra su valor mas alto de prevalencia (7,56%). El IHHNV fue detectado en el mes de setiembre (0,67%), y alcanzo su mayor prevalencia en el mes de diciembre con 5,71% (Fig. 4).

[FIGURA 2 OMITIR]

Distribucion geografica.- En los canales de marea en estudio, no se encontraron todos los patogenos evaluados. Se obtuvo muestras positivas al WSV en seis de las zonas monitoreadas, siendo el canal de marea El Alcalde la zona con mayor numero de muestras positivas a este patogeno; en el canal de marea Envidia no se registro su presencia (Fig. 5a). El IHHNV se presento solo en los canales de marea Jeli (5,05%) y Envidia (0,38%) (Fig. 5b). Las mayores prevalencias para BP fueron obtenidas en los canales de marea El Bendito y Algarrobo con 3,21% y 4,51% respectivamente (Fig. 5c).

Discusion

En el Peru, especificamente la zona noroccidental, donde se desarrolla el cultivo de langostinos, es considerada por muchos investigadores area enzootica de diversas enfermedades que causan perdidas significativas en la produccion. Los agentes infecciosos de mayor relevancia en el Peru segun su aparicion en el tiempo comprenden a BP, IHHNV, NHPB, TSV y WSV (Direccion Regional de Pesqueria de Tumbes: Estadisticas de produccion 2003. Documento interno, datos no publicados). Las especies L. vannamei, L. stylirostris y F. californiensis, nativas de los canales de marea o esteros de Tumbes, presentan una elevada susceptibilidad a estos patogenos, sumandose a los factores que afectan negativamente a la posible recuperacion de este recurso en areas naturales.

Durante el tiempo que duro el estudio, se presentaron brotes de infeccion de los patogenos NHPB, IHHNV, BP y WSV, en las diversas zonas de estudio. El WSV no solo mostro los valores mas altos de prevalencia, si no que se encontro en casi todas las zonas monitoreadas. El WSV tiene la particularidad de presentar un amplio rango de hospederos, considerandose a todos los crustaceos decapodos como especies susceptibles a la infeccion (Wang et al. 1998, Peng et al. 1998), a diferencia de otros patogenos de langostinos que presentan cierta especificidad de hospederos. Rajendran et al. (1999), manifiestan que un mecanismo esencial para la persistencia de algunos virus, es la existencia de hospederos alternativos y reservorios en diferentes poblaciones de origen silvestre. Estas caracteristicas explican su amplia distribucion en las zonas de muestreo de este estudio.

[FIGURA 3 OMITIR]

[FIGURA 4 OMITIR]

Valores de prevalencias en diversos langostinos y cangrejos, para WSV fueron de 3,5%, 11,6%, 5,2% y 3,4% en los anos 2001, 2002, 2003 y 2004 respectivamente (IMARPE-Tumbes, datos no publicados), con tendencia a disminuir con el paso del tiempo; para el ano 2005, la prevalencia reportada para el WSV fue de 3,3%, y de 1,7% para el 2006, siguiendo la tendencia de anos anteriores. Sin embargo; en el 2009 la prevalencia al WSV fue de 2,75%, incremento posiblemente influenciado por el aumento en las densidades de los cultivos de langostinos y la descarga de sus efluentes en los canales de marea monitoreados. Datos de la OIE (2009), indican que las prevalencias de infeccion por este virus son menores al 1% en poblaciones silvestres.

[FIGURA 5 OMITIR]

La mayor prevalencia (10,79%) en el canal de marea El Alcalde ocurre posiblemente por la extensa area de produccion en la zona, la inadecuada tecnificacion en el manejo de los cultivos por parte de sus cultivadores, y las descargas de desechos sin ningun tratamiento previo, que mantienen a los langostinos silvestres en condicion de estres, haciendolos mas susceptibles a la infeccion por WSV, resultando en un aumento de la prevalencia, comparado con anos anteriores.

Para el patogeno BP, los datos muestran prevalencias puntuales desde 0 hasta 5,22%, encontrandose resultados positivos en gran parte del tiempo que duro la investigacion. Al parecer la presencia de este patogeno no esta condicionada por las variaciones de temperatura, contrario a lo observado con el WSV, cuya presencia estaria modulada por las variaciones de temperatura. Se observa que en la epoca con menores temperaturas (junio y julio), las prevalencias del WSV aumentan considerablemente (prevalencia maxima 11,28% en el mes de julio). Observaciones en anos anteriores indican el mismo patron (IMARPE-Tumbes, datos no publicados); concluyendo que la estacion de invierno es de alto riesgo y poco apropiado para el cultivo de langostino. Similar relacion parece ocurrir con la bacteria de la NHP, que fue reportada en esta epoca. Lightner (2006) asocia la presencia de este patogeno con los factores ambientales como temperatura (29 a 35[grados]C) y salinidades elevadas (20 a 38 ppt) durante periodos prolongados; en nuestros resultados la presencia de la NHPB fue mayor en los canales de marea que presentan salinidades mas elevadas de la zona (36 a 41 ups), pero en periodos de bajas temperaturas (25 a 26[grados]C).

Las prevalencias para el IHHNV durante los meses de marzo a noviembre fluctuaron entre 0 y 0,67%, con una prevalencia global de 0,31%. La prevalencia obtenida en el mes de diciembre (5,71%) al parecer estuvo influenciada por escapes accidentales en la cosecha de L. vannamei cultivados e infectados. En esta epoca, en una empresa langostinera aledana al canal de marea Jeli, se reporto alta incidencia del IHHNV en sus estanques de cultivo entre los meses de noviembre a diciembre (IMARPETumbes, datos no publicados).

Esta condicion significa un riesgo potencial y de caracter letal para la poblacion silvestre de L. stylirostris, altamente susceptible a la infeccion por el IHHNV. Las prevalencias del IHHNV en langostinos de cultivo intensivo fluctuan entre 4-96% y en semi-intensivos de 0-100% (IMARPE-Tumbes, datos no publicados), se pone de manifiesto el peligro potencial de la transmision de este virus a las poblaciones naturales peneidos si no se cuenta con las medidas de bioseguridad adecuadas, que impidan el escape accidental de langostinos de cultivo.

Aunque no se obtuvo resultados positivos al TSV y debido a su caracter endemico en la region (Lightner 1996), se calculo la prevalencia maxima posible que se podria obtener en la poblacion bajo estudio, la cual fluctuo entre 0 y 0,33%. Es escasa la informacion concerniente a la prevalencia de TSV en poblaciones de langostinos silvestres. La OIE (2006), refiere que en regiones de cultivo con presencia endemica de TSV, las prevalencias fluctuan de 0 al 100%, encontrandose ocasionalmente en L. vannamei silvestres. Segun Brock et al. (1997), no existen evidencias que este virus halla impactado a las poblaciones naturales, al parecer se presenta como una enfermedad subclinica en las poblaciones de langostinos silvestres.

Se conoce que los patogenos que se encuentran en muy bajas prevalencias en organismos silvestres, por lo general sin causar enfermedad clinica, pueden dar lugar a altos niveles de prevalencia y mortalidad en organismos en cultivo, debido al elevado nivel de estres producto de las altas densidades de poblacion y otros factores fisicos y quimicos que alteran la calidad del agua de cultivo (Raynard et al. 2007).

La presencia de brotes de infeccion de los patogenos WSV, BP, NHPB e IHHNV en langostinos peneidos de diferentes canales de marea de Tumbes con prevalencias mayores a las de anos anteriores, indican un riesgo latente de transmision de estos patogenos hacia los cultivos de langostinos y tambien de cierta forma afectar a las poblaciones de las especies mas susceptibles de peneidos silvestres de las zonas del manglar, las cuales deben ser protegidas por razones economicas y ecologicas.

Literatura citada

Brock J.A. 1997. Special topic review: Taura syndrome, a disease important to shrimp farms in the Americas. World J. Microbiol & Technol. 13: 415-418.

Corbel V., Z. Zuprizal, C. Shi, et al. 2001. Experimental infection of European crustaceans with white spot syndrome virus (WSSV). J. Fish. Dis. 24 (7): 377-382.

Chakraborty A., S. Otta, B. Joseph, et al. 2002. Prevalence of white spot syndrome virus in wild crustaceans along the coast of India. Current Science. 82:1392-1397 pp.

Fajer E., Y. Noriega, D. Menendez, T. Frias. 1998. Prevalencia de Baculovirus penaei PsSOV Bonami (antes BP) en camarones peneidos cubanos silvestres. Vet. Mex. 29 (2): 209-211 pp.

Gustincich S, Manfiolett G, Del Sal G, Schneider C, Carnici P. 1991. A fast method for high quality genomic DNA extraction from whole human blood. Biotechniques. 11(3): 298-302.

Lien T, Hsiung H, Huang C, Song Y. 2002. Genomic similarity of Taura syndrome virus (TSV) between Taiwan and Western Hemisphere isolates. Fish Pathology. 37(2): 71-75 pp.

Lightner D.V. 1996. A handbook of shrimp pathology and diagnostic procedures for diseases of cultured penaeid shrimp. World Aquaculture Society. Baton Rouge. Louisiana. USA. 304 pp.

Lo C.F., C.H. Ho, S.E. Peng, C.H. Chen, et al. 1996. White spot syndrome baculovirus (WSBV) detected in cultured and captured shrimp, crabs and other arthropods. Dis. Aquat. Org. 27: 215-225.

Loy J.K., P.F. Frelier, P. Varner, J.W. Templeton. 1996. Detection of the etiologic agent of necrotizing hepatopancreatitis in cultured Penaeus vannamei from Texas and Peru by polymerase chain reaction. Diseases of Aquatic Organisms. 25: 117-122.

Morales V. & J. Cuellar-Anjel. 2008. Guia tecnica - Patologia e inmunologia de camarones peneidos. Programa CYTEC Red II-D Vannamei. Panama. 270 pp.

Nakano H., H. Koube, S. Umezawa S, F. Momoyama, et al. 1994. Mass mortality of cultured Kuruma shrimp, Penaeus japonicus, in Japan in 1993: epizootiological survey and infection trials. Fish Pathol 29: 135-139.

OIE. 2006. (en linea) Manual de pruebas de diagnostico para los animales acuaticos. <http://www.oie.int/esp/normes/ fmanual/e_SUMMRY.HTM>

Peng S.E., C.F. Lo, C.H. Ho, et al. 1998. Detection of white spot baculovirus (WSBV) in giant freshwater prawn, Machrobrachium rosenbergii, using polymerase chain reaction. Aquaculture. 164: 253-262.

Rajendran K.V., K.K. Vijayan K, T.C. Santiago, R.M. Krol. 1999. Experimental host range and histopathology of white spot syndrome virus (WSSV) infection in shrimp, prawns, crabs and lobsters from India. Journal of Fish Diseases. 22: 183-191.

Raynard R., T. Wahli, I. Vatsos & S. Mortensen (Eds.) 2007. Review of disease interactions and pathogen exchange between farmed and wild finfish and shellfish in Europe. VESO project number:1655. VESO, Oslo, Norway. 459 pp.

Sanchez-Martinez J.G., G. Aguirre-Guzman & H. Mejia-Ruiz. 2007. White Spot Syndrome Virus in cultured shrimp: A review. Aquaculture Research 38(13): 1339-1354.

Wang Y.C., C.F. Lo, P.S. Chang, G.H. Kou. 1998. Experimental infection of white spot baculovirus in some cultured and wild decapods in Taiwan. Aquaculture 164: 221-231.

Ruben Alfaro Aguilera (1) *, Mervin Guevara Torres (1), Isaias Gonzales Chavez (1)

(1) Laboratorio de Sanidad Acuicola, Instituto del Mar del Peru- IMARPE, Sede Tumbes, Panamericana Norte Km. 1249, Zorritos, Tumbes, Peru.

E-mail Ruben Alfaro: ralfaro@imarpe.gob.pe

Presentado: 03/09/2010

Aceptado: 28/11/2010

Publicado online: 21/01/2011
Tabla 1. Relacion de cebadores especificos para cada patogeno
evaluado y productos de amplificacion de la PCR.

Patogeno          Cebador   Secuencia

NHPB               pf-1     5' ACG TTG GAG GTT CGT CCT TCA G 3'
                   pr-2     5' TCA CCC CCT TGC TTC TCA TTG T 3'

IHHNV             77012F    5' ATC GGT GCA CTA CTC GGA 3'
                  77353R    5' TCG TAC TGG CTG TTC ATC 3'

BP                  BPA     5' GAT CTG CAA GAG GAC AAA CC 3'
                    BPB     5' ATC GCT AAG CTC TGG CAT CC 3'

WSV        1 rx    146F1    5' ACT ACT AAC TTC AGC CTA TCT AG 3'
                   146R1    5' TAA TGC GGG TGT AAT GTT CTT ACG A 3'
           2 rx    146F2    5' GTA ACT GCC CCT TCC ATC TCC A 3'
                   146R2    5' TAC GGC AGC TGC TGC ACC TTG T 3'

TSV                9992F    5' AAG TAG ACA GCC GCG CTT 3'
                   9195R    5' TCA ATG AGA GCT TGG TCC 3'

Patogeno    Producto    Referencia

NHPB         441 pb     Loy et al. 1996

IHHNV        356 pb     OIE 2006

BP           560 pb     OIE 2006

WSV         1.447 pb    OIE 2006

             941 pb     OIE 2006

TSV          231 pb     OIE 2006

Tabla 2. Numero de ejemplares de langostinos peneidos por especie,
capturados en los canales de marea de Tumbes, marzo a diciembre
de 2009.

Especie                           Ejemplares capturados

Litopenaeus vannamei                      1164
Litopenaeus stylirostris                   704
Farfantepenaeus californiensis             58

Total                                     1926

Tabla 3. Prevalencias de infeccion en langostinos peneidos capturados
en los canales de marea de Tumbes, marzo a diciembre de 2009.

Patogeno   Tamano de muestra   Infectados   Prevalencia (%)

NHPB             1926              12            0,62
IHHNV            1926              6             0,31
BP               1926              31            1,61
WSV              1926              53            2,75
TSV               892              0             0,00
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Author:Alfaro Aguilera, Ruben; Guevara Torres, Mervin; Gonzales Chavez, Isaias
Publication:Revista peruana de biologia
Article Type:Report
Date:Dec 1, 2010
Words:4762
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