Printer Friendly

Poblaciones e identificacion de los hongos causantes de mohos poscosecha en el pedunculo de la pina, en dos zonas De Costa Rica.

INTRODUCCION

El cultivo de pina (Ananas comosus L.) como monocultivo a gran escala se inicio a finales de 1970 en el sur de Costa Rica y una de las variedades mas utilizada ha sido la Dorada Extradulce. Esta actividad se expandio rapidamente durante los ultimos 10 anos en el Caribe y el Norte del pais, alcanzando un area de aproximadamente 43 000 a 45 000 has y con una exportacion a Europa y Estados Unidos de 2 095 702 toneladas, lo cual genero en el 2014, un ingreso para el pais de $874,1 millones (CANAPEP 2015, PROCOMER 2015).

El desarrollo de moho en el pedunculo u otros patogenos que afectan el fruto de pina, causa perdidas importantes para los productores, debido al costo economico de los reclamos por parte de los clientes y la devolucion de los contenedores (Wills et al. 1998, Barquero 2010). En la mayoria de las ocasiones, los sintomas debido a este tipo de dano no son visibles al momento de la cosecha y se desarrollan cuando la fruta se encuentra en el mercado destino (Dennis 1983, Wills et al. 1998).

En trabajos realizados en Costa Rica por Barquero (2010), Lopez (2012) y Reyes (2012), se recupero en el pedunculo de la pina, los hongos de los generos Penicillium, Fusarium, Aspergillus y Trichoderma. Asi mismo, la especie Penicillium funiculosum fue el principal hongo aislado en frutos de pina producidos en Costa Rica y procesados como fruto precortado en Espana, donde se estudio la influencia de las condiciones de empaque sobre la vida de anaquel bajo condiciones de almacenamiento de 5[grados]C y rangos de oxigeno de 11 a 40% (Montero et al. 2008). En Hawaii, se trabajo en la busqueda de organismos para el control biologico del hongo Thielaviopsis paradoxa en frutos de pina y se encontro los generos Acremonium, Cephalosporium, Cladosporium, Fusarium, Geotrichum, Gliocladium y Penicillium como hongos presentes comunmente en el fruto y que podrian estar relacionados con el desarrollo de mohos en el pedunculo (Reyes 1999).

En cultivos como manzana, se ha encontrado que la contaminacion de la fruta con diferentes especies del genero Penicillium que causan la pudricion de la misma, se da principalmente durante el manejo poscosecha, y se indica que con una densidad de aproximadamente 2500 esporas.m-3, se puede presentar el desarrollo de pudriciones, principalmente si la fruta se almacena bajo condiciones de alta humedad relativa (Amiri y Bompeix 2005). En la investigacion realizada por estos autores, la mayor densidad de esporas en la superficie de la fruta coincidio con la mayor densidad de esporas en la atmosfera de las camaras de almacenamiento, con valores entre 4000 y 5000 esporas.[m.sup.-3].

Debido a que el desarrollo de mohos en poscosecha es uno de los principales problemas en la produccion de pina en Costa Rica, se planteo la presente investigacion, con el objetivo de evaluar las poblaciones e identificar los hongos causantes de mohos en el pedunculo de frutos de pina durante diferentes fases de procesamiento poscosecha y determinar durante un ano de produccion, si existe diferencia entre las poblaciones de estos microorganismos en fruta procesada y sin procesar, en 2 zonas de Costa Rica.

MATERIALES Y METODOS

El trabajo de investigacion se llevo a cabo en 2 zonas productoras de pina en Costa Rica: canton de Puntarenas en la provincia de Puntarenas y canton de Sarapiqui en la provincia de Heredia. En cada zona se selecciono una finca y se realizo un muestreo mensual de abril de 2012 a marzo de 2013. Ambas fincas las administraba la misma compania y el manejo poscosecha de la fruta fue semejante durante el desarrollo del trabajo. En cada una, se selecciono las siguientes fases del procesamiento de la fruta: recibo, lavado, encerado, empaque y enfriamiento.

El manejo poscosecha de la fruta en ambas fincas consistio en un lavado de la fruta recien cosechada en agua con cloro a una concentracion entre 150 y 180 ppm, aplicacion sobre la fruta de una mezcla de ceras compuestas por aceite de origen vegetal y acidos grasos del glicerol y el sorbitan, aplicacion de fungicida sobre el pedunculo y empaque en cajas de carton corrugado de aproximadamente 12 kg. La periodicidad del cambio del agua en las pilas de lavado fue en promedio de 3 dias en Sarapiqui y 6 dias en Puntarenas y en cada finca se conto con un programa mensual de limpieza y desinfeccion de las camaras de enfriamiento.

En cada finca, se selecciono para la toma de muestras y frutas, las siguientes fases del procesamiento de la fruta: recibo, lavado, encerado, empaque y enfriamiento.

Lavado y encerado

A partir del inicio del proceso de empaque, se tomo 6 submuestras de 250 ml de agua en distintos puntos de la pila de lavado y desinfeccion de la fruta, distribuidos de forma equidistante, los cuales formaron una muestra compuesta, para un total de 15 muestras compuestas, con un intervalo de 15 minutos entre cada una.

En el punto de caida de la cera que se aplica sobre la fruta, se tomo 6 submuestras de 250 ml de la cera para formar al igual que en el agua una muestra compuesta de 1,5 l, a partir de la cual se tomo un volumen de 40 ml y se coloco en un tubo plastico esteril. Estas se tomaron simultaneamente con las del agua de las pilas de lavado, se colocaron en una hielera a una temperatura entre 7[grados]C y 10[grados]C y se trasladaron al Laboratorio de Tecnologia Poscosecha de la Universidad de Costa Rica, donde se mantuvieron en una camara de incubacion a 7[grados]C previo a su procesamiento.

Para el aislamiento de los hongos a partir de la cera, se utilizo el metodo de dilucion seriada estandar con 3 diluciones ([10.sup.-3]) (French y Hebert 1980, Tortora et al. 2007) y para las muestras de agua no se realizo ninguna dilucion. A partir de la dilucion final de cada muestra de cera, y de las muestras de agua, se tomo 100 [micron]l y se distribuyeron uniformemente con ayuda de una asa Digralsky, en una placa Petri con el medio de cultivo papa dextrosa agar con acido lactico (PDA + Al) y se incubo a una temperatura de 22[grados]C durante 5 dias. Posteriormente, se conto el numero de unidades formadoras de colonias (UFC) de hongos, para obtener el numero de UFC.[ml.sup.-1] de la muestra original.

Recibo de fruta y empaque

En el area de recibo de fruta, se selecciono una carreta con fruta recien cosechada y con calidad de exportacion (color grado 0,5 a 1, calibre 7, sin heridas visibles, pudriciones y sin defectos en la corona como coronas dobles o deformadas), de la que se tomo al azar un total de 28 frutas previo al inicio del procesamiento en la empacadora y 28 frutas procesadas con los tratamientos de lavado, seleccion, encerado y aplicacion de fungicida y listas para empaque, en adelante designadas como fruta sin procesar (SP) y fruta procesada (P), respectivamente. Ambos grupos de frutas provenientes de la misma carreta, se colocaron en cajas plasticas o de carton, se cubrieron con papel kraft y fueron trasladadas al Laboratorio de Tecnologia Poscosecha de la Universidad de Costa Rica, donde se almacenaron en camaras de enfriamiento bajo condiciones que simulan el manejo comercial: 4 dias a 7[grados]C, 1 hora a 18[grados]C, 14 dias a 7[grados]C y 3 dias a 18[grados]C. Al finalizar este periodo, se evaluo en el pedunculo la incidencia y se estimo la severidad del moho como porcentaje de cobertura de ese tejido.

Tanto de la fruta sin procesar como de la procesada, se selecciono al azar 5 frutas en el momento de ingreso al laboratorio y 5 frutas al finalizar el periodo de almacenamiento. A cada fruta se le extrajo un segmento superficial de aproximadamente 5 [cm.sup.2] de pedunculo y de cascara. Cada segmento se coloco en un beaker con 30 ml de agua destilada esteril con una gota de Tween 20 y se agito durante 5 minutos. A partir de esta suspension, se utilizo el metodo de dilucion seriada estandar con 2 diluciones ([10.sup.-2]) para la fruta recien cosechada y 3 diluciones ([10.sup.-3]) para la fruta almacenada. A partir de la ultima dilucion se tomo 100 [micron]l y se colocaron en una placa Petri con el medio PDA + Al, se distribuyeron uniformemente sobre la misma con ayuda de una asa Digralsky y a los 5 dias de incubacion a 22[grados]C, se conto el numero de UFC por placa de hongos, para obtener el numero de UFC.[ml.sup.-1] de la suspension inicial.

Enfriamiento y almacenamiento

En las camaras de enfriamiento y almacenamiento, se seleccionaron 15 sitios y en cada uno se coloco una placa Petri con PDA + Al, la cual se expuso en ese ambiente durante 15 min, de acuerdo con la metodologia utilizada por Buttner y Stetzenbach (1993) y recomendada por Pitt y Hocking (2009), para el muestreo por deposicion de esporas de hongos presentes en el aire. Las muestras se colocaron en una hielera a una temperatura entre 7[grados]C y 10[grados]C y se transportaron al Laboratorio, se dejaron a la temperatura ambiente durante 5 dias y una vez transcurrido ese tiempo, se evaluo el numero de UFC por placa de hongos.

Identificacion de los microorganismos

Una vez finalizado el conteo de UFC en cada muestra, se aislo en medio de cultivo PDA + Al, los microorganismos presentes y se identifico los mas frecuentes mediante la observacion en el microscopio y la ayuda de claves de identificacion (Barnett y Hunter 1972, von Arx 1974, Ellis 1976, Watanabe 1994, Seifert et al. 2011). Ademas, se selecciono los 6 hongos mas frecuentes para la caracterizacion e identificacion molecular en el Laboratorio de Tecnicas Moleculares del Centro de Investigaciones en Proteccion de Cultivos y otro grupo de 5 hongos fue caracterizado en Laboratorio de Biotecnologia de Plantas del Centro de Investigaciones Agronomicas. En ambos casos, se analizo las regiones de los espaciadores internos transcritos ITS1 e ITS2 (ITS-Internal transcribed spacers, por sus siglas en ingles), con los imprimadores ITS5/ITS4, de acuerdo con los protocolos especificos de cada Laboratorio de la Universidad de Costa Rica.

Analisis estadistico

Los datos de las poblaciones de hongos fueron transformados a [log.sub.10] (x+ 1), para facilitar la visualizacion de las tendencias de las mismas durante el ano de estudio.

En el analisis estadistico, se incluyo el total de datos de los 12 muestreos para cada fase de la empacadora muestreada por finca. Se utilizo una prueba de F para comparar las varianzas de las poblaciones de hongos, de acuerdo con la siguiente agrupacion: pedunculo P vs pedunculo SP y cascara P vs cascara SP, en fruta recien cosechada y luego de 22 dias de almacenamiento, agua vs cera, y porcentaje de moho en fruta procesada vs sin procesar. Una vez comparadas las varianzas, se aplico una prueba de t de Student para muestras independientes, suponiendo varianzas iguales o desiguales para comparar las medias de acuerdo con la misma agrupacion utilizada para la prueba de F.

RESULTADOS

En la Figura 1 se observa que, las poblaciones de hongos en la cera de ambas zonas fueron mayores que en agua en la mayoria de los muestreos y los valores mas altos en cera se alcanzaron en junio y marzo en la zona de Puntarenas y en agosto y noviembre en Sarapiqui. Se destaca en ambas fincas, que en la mayoria de los muestreos no se obtuvo crecimiento de hongos en el agua de las pilas de lavado-desinfeccion.

[FIGURA 1 OMITIR]

Al comparar ambas zonas se observa que, en Sarapiqui las poblaciones de hongos en la cera de julio a diciembre de 2012 tendieron a ser mayores que en Puntarenas.

Las poblaciones de hongos en el aire de las camaras de enfriamiento, fueron mayores durante todo el intervalo de evaluacion en la zona de Sarapiqui que en Puntarenas, alcanzandose los valores mas altos en junio, agosto y marzo (Figura 2).

Las poblaciones de hongos en el pedunculo al momento de la cosecha en fruta procesada y sin procesar presentaron variaciones durante el ano, con valores desde 0 hasta 1,5 UFC.[ml.sup.-1] en Puntarenas y entre 0 y 2 UFC.[ml.sup.-1] en Sarapiqui, como se muestra en la Figura 3. A pesar de no observarse una tendencia en el comportamiento de estas poblaciones a lo largo del ano evaluado, en la mayoria de los muestreos, la poblacion en fruta sin procesar fue mayor que en fruta procesada (Figura 3).

[FIGURA 2 OMITIR]

[FIGURA 3 OMITIR]

Las poblaciones de hongos en ambas zonas luego de 22 dias de almacenamiento de fruta procesada y sin procesar (Figura 4) fueron mayores que las presentes al momento de la cosecha (Figura 3), con valores registrados desde 0,7 hasta 5,5 UFC.[ml.sup.-1].

[FIGURA 4 OMITIR]

Luego de 22 dias de almacenamiento (Figura 4), las poblaciones de hongos en la fruta de ambas zonas fueron mayores que las presentes al momento de la cosecha (Figura 3). Asimismo, como se muestra en la Figura 4, en la mayoria de los muestreos, las poblaciones en el pedunculo al finalizar el almacenamiento, tendieron a ser mayores en fruta sin procesar que en la procesada, con excepcion de octubre de 2012 en Puntarenas y abril y junio de 2012 y febrero y marzo de 2013 en Sarapiqui.

Al igual que al momento de la cosecha, no se observo una tendencia en las poblaciones de hongos presentes en el pedunculo durante el ano, sin embargo, en la zona de Sarapiqui, se presentaron los valores mas altos de UFC.[ml.sup.-1] de hongo en fruta procesada en abril, junio y julio de 2012, y en febrero y marzo de 2013, y en Puntarenas de mayo a junio y octubre de 2012.

En la Figura 5 se muestra una poblacion de hongos similar en la cascara de fruta recien cosechada, procesada y sin procesar de ambas zonas con excepcion de enero de 2013 en Puntarenas donde la poblacion en fruta procesada fue menor que en fruta sin procesar y en mayo de 2012 en Sarapiqui, donde no se recupero hongos en la cascara de fruta procesada y en la fruta sin procesar se obtuvo 3,5 UFC.[ml.sup.-1].

[FIGURA 5 OMITIR]

La poblacion de hongos en la cascara de fruta recien cosechada (Figuras 5A y 5C) fue mayor que en el pedunculo (Figura 3) en ambas zonas, y se observo esta misma tendencia durante todos los muestreos, tanto en fruta procesada como sin procesar.

La Figura 5B, correspondiente a las poblaciones en cascara despues del almacenamiento, muestra en Puntarenas epocas del ano, mayo y junio de 2012 y de octubre de 2012 a febrero de 2013, en que la poblacion de hongos en la cascara de fruta procesada fue menor que en fruta sin procesar. En Sarapiqui (Figura 5D), no se presento este mismo comportamiento sino que solamente en abril, junio, octubre y noviembre de 2012 y febrero y marzo de 2013, la poblacion en fruta procesada fue menor que en fruta sin procesar.

[FIGURA 6 OMITIR]

En general, la poblacion de hongos en la cascara de fruta almacenada durante 22 dias de Puntarenas (Figura 5B), tendio a ser menor en los meses de final e inicio de ano, tal como se observa en los resultados obtenidos entre noviembre de 2012 y marzo de 2013 y en el primer muestreo de abril de 2012.

Las Figuras 6 y 7 muestran la incidencia y severidad de moho por mes en las fincas de Puntarenas y Sarapiqui. Se obtuvieron valores de incidencia cercanos o iguales al 100% en fruta sin procesar, durante la mayoria de los muestreos en ambas zonas, con excepcion de abril de 2012 en Puntarenas y agosto y diciembre de 2012 en Sarapiqui.

[FIGURA 7 OMITIR]

La mayor incidencia de moho en fruta procesada de Puntarenas se presento de mayo a agosto de 2012, con valores entre 30% y 100%, mientras que en Sarapiqui, la mayor incidencia se presento de abril a julio de 2012 y febrero a marzo de 2013, con valores de aproximadamente 90%. En las 2 zonas de estudio, en setiembre a diciembre de 2012 se obtuvieron valores bajos de incidencia en la fruta procesada con variaciones entre 0% y 20%, comportamiento que se mantuvo en Puntarenas hasta marzo de 2013, mientras que en Sarapiqui tendio a aumentar a partir de enero y hasta marzo de 2013, donde se alcanzo un 90% (Figura 6).

El porcentaje de moho en el pedunculo de la fruta sin procesar fue mayor que en fruta procesada en todos los meses para ambas zonas (Figura 7). En Puntarenas, el porcentaje maximo obtenido en fruta procesada fue del 10% en junio y agosto de 2012 y el resto del ano se mantuvo entre 0,04% y 0,96%, con excepcion de abril, setiembre y diciembre de 2012, donde no hubo desarrollo de moho. A su vez, en Sarapiqui se obtuvo los mayores porcentajes de moho en fruta procesada, entre 5% y 25% de abril a julio de 2012, y en el 2013 se registro un aumento a partir de enero, hasta alcanzar un maximo de 75% en marzo. En el resto de los muestreos se obtuvo entre 0,04% y 0,48%, con excepcion de setiembre y diciembre de 2012, donde no hubo desarrollo de moho (Figura 7).

El analisis estadistico (Cuadro 1), muestra que en ambas fincas, la poblacion de hongos en el pedunculo de fruta recien cosechada no presento diferencias significativas al comparar entre fruta procesada (P) y sin procesar (SP). Despues de 22 dias de almacenamiento, solamente en Puntarenas se obtuvo una poblacion de hongos menor en fruta P que en SP. En la cascara, solamente se obtuvo diferencias significativas en fruta recien cosechada, donde la poblacion de hongos en Puntarenas fue mayor en fruta SP, que en fruta P.

Aunque en el analisis estadistico no se comparo los resultados entre zonas, el promedio de la poblacion de hongos en el pedunculo de fruta procesada fue mayor en Sarapiqui que en Puntarenas, luego de 22 dias de almacenamiento, y esto se reflejo en un mayor porcentaje de moho, donde se obtuvo un 11,6% en Sarapiqui y en Puntarenas fue de 2,1%.

En ambas fincas, la poblacion de todos los microorganismos muestreados fue mayor en cera, que en aguas de lavado y desinfeccion con diferencias importantes, ya que en hongos se obtuvo como maximo 6,4 UFC.[ml.sup.-1] en agua de Puntarenas, mientras que los promedios en cera fueron de 4.747,2 UFC.[ml.sup.-1] en Puntarenas y 12.737,4 UFC. [ml.sup.-1] en Sarapiqui.

En la Figura 8 se presenta la superficie de las colonias de los principales hongos recuperados al finalizar los 12 muestreos en cada zona. El principal genero fue Penicillium, con 3 especies que desarrollaron colonias de color verde, con el borde redondeado y esporulacion abundante (Figura 8A, B y C). La especie Talaromyces calidicanius (Figura 8D), se caracterizo por un crecimiento de micelio color verde y rojizo en la parte aerea, con abundantes proyecciones superficiales de hifas y conidioforos que alcanzaron el borde superior de la placa Petri. Ademas, se recupero Penicillium daleae, con una colonia de color blanco y poca esporulacion (Figura 8G). El resto de microorganismos correspondio a hongos de micelio oscuro o blanco algodonoso, detallados a nivel de genero o especie en la Figura 8.

[FIGURA 8 OMITIR]

DISCUSION

El desarrollo de mohos en el pedunculo de la fruta es un problema importante en la produccion de pina para exportacion como fruta fresca en Costa Rica (Barquero 2010), de ahi la importancia de conocer la dinamica de las poblaciones durante el ano y los generos presentes con mayor frecuencia para lograr establecer estrategias adecuadas de manejo. En el presente trabajo, las altas poblaciones de hongos recuperadas en el pedunculo de la fruta, entre mayo y agosto de 2012 en Puntarenas y de abril a julio de 2012 en Sarapiqui, luego de 22 dias de almacenamiento, son un buen parametro para explicar la mayor incidencia y severidad obtenida en esos meses. Este mismo patron se observo entre enero y marzo de 2013 en Sarapiqui, donde se obtuvo un incremento en las poblaciones de hongos en el pedunculo de fruta procesada y sin procesar y como consecuencia de ello, tambien tendio a incrementar la incidencia y severidad de moho.

Las poblaciones de hongos que se obtuvieron en el pedunculo de fruta recien cosechada, no reflejaron la tendencia en los valores de incidencia y severidad al finalizar el almacenamiento de la fruta, y un aspecto que pudo influir en este comportamiento fueron las especies asociadas y las diferencias en la velocidad de crecimiento de cada una (Castro 2015), lo que pudo permitir que, aunque inicialmente se encontraban en poblaciones relativamente bajas y no fueron recuperadas e identificadas con la metodologia empleada, tuvieron la capacidad de crecer y esporular rapidamente en el pedunculo y desarrollar cantidades importantes de moho, como respuesta a las practicas poscosecha empleadas y a las condiciones de almacenamiento, como cambios en la humedad relativa y temperatura. Estas diferencias en la velocidad de crecimiento han sido informadas por otros autores como Baert et al. (2008) y Morales et al. (2008), quienes encontraron variaciones en la tasa de crecimiento de diferentes aislados de Penicillium expansum.

Las poblaciones de hongos en la cascara de la fruta sin procesar cuando ingreso a la empacadora, se considera un mejor estimador que las poblaciones en el pedunculo, ya que en ambas fincas, se registro en la cascara poblaciones mayores a 1 UFC.[ml.sup.-1], detectandose los incrementos o disminuciones durante el ano de estudio, y aunque no necesariamente los aumentos en las poblaciones de hongos en la cascara coincidieron con una alta incidencia y severidad de moho al finalizar el almacenamiento de la fruta, este podria ser un parametro util para estimar la cantidad de inoculo que llega a la empacadora y entra en contacto con el agua de lavado y desinfeccion, la cera y las diferentes superficies con las que tiene contacto la fruta durante su procesamiento poscosecha, tal como lo mencionan Barth et al. (2009) y Prusky y Gullino (2010).

La diferencia observada entre las poblaciones de hongos en el pedunculo de fruta procesada y sin procesar, muestra el efecto positivo del procesamiento poscosecha empleado en ambas empacadoras, en la reduccion de microorganismos en esa zona. Al igual que en otras empacadoras de pina de Costa Rica y otros paises, la desinfeccion de la fruta en agua con concentraciones de cloro entre 50 y 150 ppm y el uso de fungicidas poscosecha aplicados directamente al pedunculo, son practicas comunes (MAG 2010, Garcia y Rodriguez 2011, Hu et al. 2011, Paull y Duarte 2011) y que pudieron influir en las diferencias encontradas durante la mayoria de los muestreos, donde se obtuvo las poblaciones mas altas de microorganismos y desarrollo de moho en la fruta que no recibio estos tratamientos poscosecha, sin embargo, aun cuando hubo una reduccion de la severidad del moho, no se evito por completo su crecimiento, lo cual muestra la necesidad de buscar alternativas de manejo para lograr un mejor control del desarrollo de moho en el pedunculo.

En comparacion con el pedunculo, en la cascara la diferencia en las poblaciones de hongos entre fruta procesada y sin procesar fue menor, lo cual pudo deberse a que durante el proceso poscosecha, la aplicacion de fungicida se realizo unicamente al pedunculo; ademas, estos resultados mostraron que la desinfeccion con cloro no redujo las poblaciones de microorganismos en la cascara lo suficiente, las cuales pudieron continuar multiplicandose y se mantuvieron en este tejido, hasta finalizar el periodo de almacenamiento, sin embargo, no fue evidente el desarrollo de moho en este tejido, mientras que en el pedunculo, con poblaciones iguales o menores que las de cascara, se obtuvo un crecimiento importante de moho, lo cual indica que este tejido provee mejores condiciones para el desarrollo de micelio que la cascara, posiblemente debido a que el corte del pedunculo es una herida en la fruta, a partir de la cual pueden fluir sustancias nutritivas, entre estas los azucares (Paull y Reyes 1996) y que sirven como sustrato para diversos microorganismos. Ademas, la cascara de la pina y otros frutos presenta un mayor contenido de sustancias como polifenoles, cutina y ceras, que reducen el crecimiento de microorganismos y protegen la fruta de infecciones por diversos patogenos (Bocco et al. 1998, Guo et al. 2003, Mokbel y Hashinaga 2005, Lata et al. 2009, Chanda et al. 2010, Lara et al. 2014), lo cual pudo influir significativamente para que aun con las poblaciones recuperadas, no se obtuviese desarrollo de moho en ese tejido.

Las bajas poblaciones de hongos en el agua de lavado y desinfeccion, podrian deberse a las concentraciones de cloro en el agua de las pilas, tratamiento comunmente utilizado en pina (MAG 2010, Garcia y Rodriguez 2011), que en el presente estudio se empleo en concentraciones entre 150 a 180 ppm de cloro libre durante todos los muestreos.

Como indican Arauz (1994), Araya y Cascante (2000) y Hui et al. (2006), el aire, el agua de lavado y desinfeccion y cada una de las superficies con que entra en contacto la fruta pueden ser una fuente de inoculo de los patogenos que causan el desarrollo de mohos y pudriciones poscosecha. Al comparar las poblaciones de hongos en el agua de lavado y desinfeccion y en la cera (Figura 1), se observo que la cera constituye una fuente mayor de inoculo para el pedunculo de la fruta en comparacion con el agua, esto posiblemente debido a que el sistema de aplicacion de las ceras en pina requiere de una recirculacion de la misma, debido al costo economico de este insumo, lo que podria favorecer que con el transcurso del proceso, se acumulen propagulos de diseminacion que podrian quedar depositados en el pedunculo durante su aplicacion. Ademas, las poblaciones en la cera (Cuadro 1), fueron mayores a 1000 UFC, determinado por Lopez (2012), como la cantidad minima para iniciar el crecimiento de moho en el pedunculo, causado por los generos Trichoderma, Penicillium, Aspergillus y Fusarium, en fruta inoculada, lo cual incrementa el riesgo de desarrollo de moho en el pedunculo, al recircular la cera y aplicarla directamente sobre la fruta.

En el aire de las camaras de enfriamiento y almacenamiento se recuperaron esporas de hongos que por el mecanismo de recirculacion de ese aire, podrian alcanzar la superficie del pedunculo y dependiendo de la especie presente, contribuir al desarrollo de mohos. Ademas, la obtencion de poblaciones de hongos mas altas durante todos los muestreos en la zona de Sarapiqui, en comparacion con Puntarenas, podria deberse a diferencias en la eficacia de los protocolos de limpieza de las camaras de ambas fincas y a que en Sarapiqui se proceso mayores volumenes de fruta durante el ano, lo cual pudo aumentar la cantidad de esporas de hongos en el aire de las camaras.

Morales et al. (2008 y 2010) informan que con la adecuada limpieza y desinfeccion de las plantas empacadoras y de las camaras de enfriamiento y almacenamiento de manzana, se logro disminuir significativamente el nivel de inoculo y la incidencia de fruta con moho causado por Penicillium expansum. Ademas, trabajos realizados en este mismo cultivo por Amiri y Bompeix (2005), mostraron una relacion directa entre la cantidad de esporas por [m.sup.3] en el aire de las camaras de almacenamiento y la densidad de esporas del genero Penicillium en la superficie de frutos de manzana, por lo tanto, aunque no fue una de las variables medidas en el presente estudio, la adecuada limpieza y desinfeccion de las instalaciones y equipo utilizado en la planta empacadora y de las camaras de enfriamiento en pina, son aspectos que deberian tomarse en cuenta para disminuir la posibilidad de que posterior a la aplicacion de cloro y fungicida, lleguen esporas de hongos al pedunculo, que podrian originar el desarrollo de mohos en poscosecha.

El hongo mas frecuente en el presente trabajo correspondio al genero Penicillium, con 4 especies diferentes, de las cuales P. purpureogenum, P. diversum y Penicillium sp., presentaron abundante esporulacion en medio de cultivo PDA + Al y predominio de crecimiento en el pedunculo de los frutos de ambas zonas y por lo tanto, disminuir la llegada de estas especies al pedunculo de la pina, debe ser uno de los principales objetivos si se desea logar un manejo eficiente de los mohos poscosecha en este tejido. Penicillium es uno de los generos mas importantes citados como patogenos causantes de mohos en pina (Malins 1991, Hui et al. 2006, Mitra 1997). Mourichon (1998) y Bartholomew et al. (2003) citan que Penicillium funiculosum se encuentra directamente asociado con la enfermedad conocida como pudricion de los fruticulos, lo que evidencia que es un microorganismo importante en este cultivo.

De las demas especies identificadas, solamente se encontro informacion de los generos Fusarium y Aspergillus, citados como patogenos importantes en pina (Snowdon 2000, Lopez 2012, Jacobs et al. 2010). De estos, se ha informado que Fusarium tiene la capacidad de colonizar los diferentes tejidos de la planta de pina (Snowdon 2000, Jacobs et al. 2010, Stcpieh et al. 2011a, Stcpieh et al. 2011b, Stcpieh et al. 2013), sin embargo, su velocidad de crecimiento es menor que la de Penicillium (Castro 2015), lo cual muestra diferencias importantes en el potencial que ambos microorganismos tienen para desarrollar moho en el pedunculo. Los hongos de los generos Phoma y Cladosporium han sido senalados como patogenos en diversos cultivos tropicales como papaya, banano y mango (Alvarez y Nishijima 1987, Snowdon 2000, CAB 2002, Anthony et al. 2004) y debido a sus caracteristicas de abundante esporulacion y crecimiento de micelio de color oscuro, son microorganismos que pueden contribuir al desarrollo de moho poscosecha en el pedunculo de la pina.

Los resultados obtenidos en el presente trabajo mostraron variaciones importantes en las poblaciones de hongos, incidencia y severidad de los mohos en el pedunculo de la pina durante el ano en ambas zonas de estudio, razon por la cual se considera importante el monitoreo constante de las poblaciones y los generos de hongos presentes en la fruta durante las diferentes fases poscosecha, evaluando la posibilidad de generar umbrales para cada especie en particular, o bien, de utilizar tecnicas como el PCR en tiempo real, de manera que se logre una rapida identificacion de los patogenos presentes e implementar y dar seguimiento a los protocolos ya establecidos de limpieza y desinfeccion de las instalaciones y equipo de la planta empacadora y de las camaras de almacenamiento, con mayor cuidado en esas epocas, para disminuir el desarrollo de mohos en el mercado destino.

Debido a que se encontro que la cera acumula cargas significativas de hongos durante el procesamiento de la fruta, se considera importante la busqueda de opciones para evitar el uso de la cera recirculada, como podria ser el estudio de otras formas de aplicacion como la aspersion de la cera a la fruta, o bien explorar la posibilidad de adicionar sustancias GRAS (Generally recognized as safe, por sus siglas en ingles), con propiedades fungistaticas o fungicidas o bien, investigar el efecto de la pasteurizacion de la cera o algun otro tratamiento fisico todo con el objetivo de que no se acumulen poblaciones importantes de microorganismos en ese tratamiento.

Asi mismo, las diferencias en la incidencia y severidad de moho entre fruta procesada y sin procesar, son un indicador de que, el adecuado cumplimiento de las labores poscosecha comunmente utilizadas en pina y el almacenamiento a baja temperatura, tienen un impacto positivo en la reduccion de los mohos en el pedunculo, aunque no siempre son suficientes para evitar por completo el desarrollo de los mismos.

AGRADECIMIENTOS

A los Sres. Francisco Lopez y Eduardo Naranjo por las facilidades brindadas durante el planteamiento y la ejecucion de los muestreos en las empacadoras.

LITERATURA CITADA

ALVAREZ A.M., NISHIJIMA W.T. 1987. Postharvest diseases of papaya. Plant Disease 71(8):681-686.

AMIRI A., BOMPEIX G. 2005. Diversity and population dynamics of Penicillium spp., on apples in pre-and postharvest environments: consequences for decay development. Plant Pathology 54:74-81.

ANTHONY S., ABEYWICKRAMA K., DAYANANDA R., WILSON S., ARAMBEWELA L. 2004. Fungal pathogens associated with banana fruit in Sri Lanka and their treatment with essential oils. Mycopathologia 157:91-97.

ARAUZ F. 1994. Elementos basicos de patologia poscosecha de frutas y hortalizas. I Taller regional de manejo poscosecha de productos de interes para el Tropico. San Jose, Costa Rica. pp. 1-10.

ARAYA B., CASCANTE M. 2000. Manejo post-cosecha de productos agricolas. San Jose, Costa Rica. Editorial UNED. 219 p.

BAERT K., DEVLIEGHERE F., BO L., DEBEVERE J., DE MEULENAER B. 2008. The effect of inoculum size on the growth of Penicillium expansum in apples. Food Microbiology 25:212-217.

BARNETT H.L., HUNTER B.B. 1972. Illustrated genera of imperfect fungi. Third edition. Minnesota, USA. Burguess Publishing Company. 241 p.

BARQUERO A. 2010. Estudio comparativo de la eficacia de cinco desinfectantes y optimizacion del mejor de ellos para la etapa de desinfeccion de pina fresca en la empresa Banacol. Practica Dirigida Escuela de Tecnologia de Alimentos para optar por el grado de licenciatura en Tecnologia de Alimentos. Costa Rica, Universidad de Costa Rica. 57 p.

BARTH M., HANKINSON T., ZHUANG H., BREIDT F. 2009. Microbiological spoilage of fruits and vegetables. In: W. Sperber and M. Doyle (eds.). Compendium of the microbiological spoilage of foods and beverages. New York, USA. Springer. 367 p.

BARTHOLOMEW D.P., PAULL R.E., ROHRBACH K.G. 2003. The pineapple, botany, production and uses. New York, USA. CABI Publishing. 301 p.

BOCCO A., CUVELIER M., RICHARD H., BERSET C. 1998. Antioxidant activity and phenolic composition of citrus peel and seed extracts. Journal of Agriculture and Food Chemistry 46:2123-2129.

BUTTNER M.P., STETZENBACH L.D. 1993. Monitoring airborne fungal spores in an experimental indoor environment to evaluate sampling methods and the effects of human activity on air sampling. Applied and Environmental Microbiology 59(1):219-226.

CAB. 2002. Phoma herbarum. In: Descriptions of fungi and bacteria. CABI. 151: Sheet 1501. Consultado el 25 de noviembre de 2013. Disponible en www.cabi.org/dfb

CA NAPEP 2015. Estadisticas de exportaciones Costa Rica. Consultado el 25 de febrero de 2015. Disponible en www.canapep.com

CASTRO J. 2015. Hongos causantes de mohos en frutos de pina poscosecha, su incidencia y relacion con las condiciones climaticas en dos zonas de Costa Rica. Tesis de maestria, Universidad de Costa Rica. Costa Rica. 111 p.

CHANDA S., BARAVALIA Y., KANERIA M., RAKHOLIYA K. 2010. Fruit and vegetable peelsstrong natural source of antimicrobics, pp. 444-450. In: M. Vilas, (ed.). Current Research Technology and Education Topics in Applied Microbiology and Microbial Biotechnology. Badajoz, Espana.

DENNIS C. 1983. Post-harvest pathology of fruits and vegetables. London, England. Academic Press. 264 p.

ELLIS M.B. 1976. More dematiaceous hyphomycetes. Surrey, England. CAB. 507 p.

FRENCH E., HEBERT T. 1980. Metodos de investigacion fitopatologica. San Jose, Costa Rica. IICA. 289 p.

GARCIA A., RODRIGUEZ M. 2011. Manual de buenas practicas agricolas para la produccion de pina en Costa Rica. San Jose, Costa Rica. Banacol-RepCar. 66 p.

GUO C., YANG J., WEI J., LI Y., XU J., JIANG Y. 2003. Antioxidant activities of peel, pulp and seed fractions of common fruits as determined by FRAP assay. Nutrition Research 23:1719-1726.

HU H., LI X., DONG C., CHEN W. 2011. Effects of wax treatment on quality and postharvest physiology of pineapple fruit in cold storage. African Journal of Biotechnology 10(39):7592-7603.

HUI Y., BARTA J., CANO M., GUSEK T. 2006. Handbook of fruits and fruit processing: science and technology. Iowa, USA. Blackwell Publishing. 697 p. Consultado el 30 de setiembre de 2011. Disponible en http:// books.google.com

JACOBS A., VAN WYK P.S., MARASAS W.F., WINGFIELD B.D., WINGFIELD M.J., COUTINHO T.A. 2010. Fusarium ananatum sp. Nov in the Giberella fujikuroi species complex from pineapples with fruit rot in South Africa. Fungal Biology 114:515-527.

LARA I., BELGE B., GOULAO L.F 2014. The fruit cuticle as a modulator of postharvest quality. Postharvest Biology and Technology 87:103-112.

LATA B., TRAMPCZYNSKA A., PACZESNA J. 2009. Cultivar variation in apple peel and whole fruit phenolic composition. Scientia Horticulturae 121:176-181.

LOPEZ C. 2012. Frecuencia de los principales organismos asociados con el moho en el corte de pina (Ananas comosus) Var. Dorada Extradulce, patogenicidad y sensibilidad al fungicida triadimefon. Tesis licenciatura en Agronomia. Costa Rica. Universidad de Costa Rica. 71 p.

MAG. 2010. Manual de buenas practicas agricolas para la produccion de pina. Heredia, Costa Rica. MAG, SFE. 133 p.

MALINS A. 1991. Second regional workshop in tropical fruit crops, papaya, pineapple and mango. Antigua & Barbuda. IICA. 97 p.

MITRA S. 1997. Postharvest physiology and storage of tropical and subtropical fruits. London, England. Cab International. 423 p.

MOKBEL M.S., HASHINAGA F. 2005. Antibacterial and antioxidant activities of banana peel (Musa AAA cv. Cavendish) fruits peel. American Journal of Biochemistry and Biotechnology 1(3):125-131.

MONTERO M., ROJAS M.A., MARTIN O. 2008. Effect of packaging conditions on quality and shelf-life of fresh-cut pineapple (Ananas comosus). Postharvest Biology and Technology 50:182-189.

MORALES H., MARIN S., RAMOS A., SANCHIS V. 2010. Influence of post-harvest technologies applied during cold storage of apples in Penicillium expansum growth and patulin accumulation: A review. Food control 21:953-962.

MORALES H., SANCHIS V., COROMINES J., RAMOS A., MARIN S. 2008. Inoculum size and intraspecific interactions affects Penicillium expansum growth and patulin accumulation in apples. Food Microbiology 25:378-385.

MOURICHON X. 1998. Pineapple fruit core rot (black spot) and leathery pocket: review and prospects. Acta Horticulturae, Proceedings of 2nd International Pineapple Symposium. Montpellier, Francia. 508 p.

PAULL E., DUARTE O. 2011. Tropical fruits. London, England. Cab International. 2nd Edition. 400 p.

PAULL R.E., REYES M.E. 1996. Preharvest weather conditions and pineapple fruit translucency. Scientia Horticulturae 66:59-67.

PITT J., HOCKING A.D. 2009. Fungi and food spoilage. New York, USA. Springer. 519 p. Consultado el 10 de marzo de 2015. Disponible en books.google. co.cr/books

PROCOMER. 2015. Portal estadistico de comercio exterior. Consultado el 25 de febrero de 2015. Disponible en www.procomer.com

PRUSKY D., GULLINO M. 2010. Postharvest Pathology.

New York, USA. Springer. 1150 p.

REYES D. 2012. Compuestos GRAS para el control de patogenos poscosecha in vitro en mango (Mangifera indica L.), pina (Ananas comosus L.) y papaya (Carica papaya L.), y pruebas de eficacia in vivo en pina. Tesis de licenciatura, Universidad de Costa Rica, Costa Rica. 92 p.

REYES M. 1999. Use of microbial antagonists to control postharvest black rot on pineapple fruit. Tesis de doctorado, Universidad de Hawai, Hawai.128 p. SEIFERT K., MORGAN G., GAMS W., KENDRICK B. 2011. The genera of hyphomycetes. Utrecht, Netherlands. CBS-KNAW Fungal Biodiversity Centre. 997 p. SNOWDON A. 2000. A color Atlas of post-harvest diseases & disorders of fruits and vegetables. Vol 1. Florida, USA. CRC Press. 302 p.

STCPIEN L., KOCZYK G., WASKIEWICZ A. 2011a. FUM cluster divergence in fumonisins-producing Fusarium species. Fungal Biology 115:112-123. STCPIEN L., KOCZYK G., WASKIEWICZ A. 2011b. Genetic and phenotypic variation of Fusarium proliferatum isolates from different host species. Journal of Applied Genetics 52:487-496.

STCPIEN L., KOCZYK G., WASKIEWICZ A. 2013. Diversity of Fusarium species and mycotoxins contaminating pineapple. Journal of Applied Genetics 54(3):367-380.

TORTORA G., FUNKE B., CASE C. 2007. Introduccion a la microbiologia. Buenos Aires, Argentina. Editorial Medica Panamericana. 9[grados] Edicion. 963 p.

VON ARX J.A. 1974. The genera of fungi. Sporulating in pure culture. Leutershausen, Germany. J. Cramer. 315 p.

WATANABE T. 1994. Soil and seed fungi. Morphologies of cultured fungi and key to species. Tokyo, Japan. Lewis Publishers. 411 p.

WILLS R., McGLASSON B., GRAHAM D., JOYCE D. 1998. Postharvest. An introduction to the physiology & handling of fruit, vegetables & ornamentals. Sydney, Australia. Cab International. 1 ed. 262 p.

Johanny Castro Chinchilla (1)/*, Gerardina Umana Rojas *

(1) Autor para correspondencia. Correo electronico: johanny.castrochinchilla@ucr.ac.cr

* Centro de Investigaciones Agronomicas, Universidad de Costa Rica. San Jose, Costa Rica.

Recibido: 27/03/15

Aceptado: 10/06/15
Cuadro 1. Comparacion estadistica entre los promedios de UFC de
hongos en la fruta, agua y cera, y el porcentaje de moho en el
pedunculo de fruta procesada (P) y sin procesar (SP), de las fincas
de Puntarenas y Sarapiqui.

                                   Puntarenas

Variables                           Promedio            P (F)

UFC.[ml.sup.-1] pedunculo           2.213,8 a    1,5 x [10.sup.-19]
  P cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo SP          950,3 a
  cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo          16.181,8 b    6,8 x [10.sup.-19]
  P 22 d
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo          76.727,3 a
  SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] casc P cosecha     28.638,3 b     2,1 x [10.sup.-8]
UFC.[ml.sup.-1] casc SP cosecha    72.514,3 a
UFC.[ml.sup.-1] casc P 22 d        211.454,6 a                0,008
UFC.[ml.sup.-1] casc SP 22 d       184.727,3 a
UFC.[ml.sup.-1] agua                    6,4 b                     0
UFC.[ml.sup.-1] cera                4.747,2 a
                                                                  0

% moho fruta P 22 d                     2,1 b
% moho fruta SP 22 d                   48,9 a

                                   Puntarenas

Variables                                 P (t)

UFC.[ml.sup.-1] pedunculo                        0,52
  P cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo SP
  cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo                      0,0003
  P 22 d
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo
  SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] casc P cosecha                   0,02
UFC.[ml.sup.-1] casc SP cosecha
UFC.[ml.sup.-1] casc P 22 d                      0,84
UFC.[ml.sup.-1] casc SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] agua                2,2 x [10.sup.-9]
UFC.[ml.sup.-1] cera
                                   3,2 x [10.sup.-62]

% moho fruta P 22 d
% moho fruta SP 22 d

                                   Sarapiqui

Variables                            Promedio            P (F)

UFC.[ml.sup.-1] pedunculo               19,2 a                 0,002
  P cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo SP           707,3 a
  cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo          100.318,2 a                  0,35
  P 22 d
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo          134.139,4 a
  SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] casc P cosecha      61.610,1 a    1,11 x [10.sup.-5]
UFC.[ml.sup.-1] casc SP cosecha     97.504,3 a
UFC.[ml.sup.-1] casc P 22 d         92.833,3 a    2,39 x [10.sup.-9]
UFC.[ml.sup.-1] casc SP 22 d       166.000,0 a
UFC.[ml.sup.-1] agua                     0,2 b                     0
UFC.[ml.sup.-1] cera                12.737,4 a

% moho fruta P 22 d                     11,6 b    1,7 x [10.sup.-13]
% moho fruta SP 22 d                    42,5 a

                                   Sarapiqui

Variables                                 P (t)

UFC.[ml.sup.-1] pedunculo                        0,08
  P cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo SP
  cosecha
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo                        0,33
  P 22 d
UFC.[ml.sup.-1] pedunculo
  SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] casc P cosecha                   0,12
UFC.[ml.sup.-1] casc SP cosecha
UFC.[ml.sup.-1] casc P 22 d                      0,15
UFC.[ml.sup.-1] casc SP 22 d
UFC.[ml.sup.-1] agua               2,3 x [10.sup.-17]
UFC.[ml.sup.-1] cera

% moho fruta P 22 d                1,5 x [10.sup.-27]
% moho fruta SP 22 d
COPYRIGHT 2015 Universidad de Costa Rica
No portion of this article can be reproduced without the express written permission from the copyright holder.
Copyright 2015 Gale, Cengage Learning. All rights reserved.

Article Details
Printer friendly Cite/link Email Feedback
Author:Castro Chinchilla, Johanny; Umana Rojas, Gerardina
Publication:Agronomia Costarricense
Date:Dec 15, 2015
Words:7732
Previous Article:Utilizacion del nematodo entomopatogeno Heterorhabditis atacamensis CIA-NE07 en el control del picudo del banano cosmopolites sordidus en condiciones...
Next Article:Efecto del uso del suelo sobre las formas de fosforo de un andisol.
Topics:

Terms of use | Privacy policy | Copyright © 2019 Farlex, Inc. | Feedback | For webmasters