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Obtencion y evaluacion del semen de Capibara Hydrochoerus hydrochaeris.

Collection and evaluation of semen from the Capybara Hydrochoerus hydrochaeris

INTRODUCCION

Las especies silvestres se han constituido, con cierta reserva, en una alternativa de explotacion zootecnica con el fin de suplir las demandas de proteina animal de la humanidad, ademas han hecho parte de la cultura ancestral de los pueblos (1). Se tienen evidencias que desde la epoca precolombina, hacian parte esencial de la dieta de las comunidades indigenas (2). El capibara o chiguiro es un mamifero de alto valor biologico que hace parte de este grupo de especies, es considerado el mayor roedor del mundo y habita en las sabanas y areas inundables de varios paises de Centro y Suramerica (3).

Por la calidad de la carne y la piel, el capibara es cazado por los pobladores locales a partir de las poblaciones naturales, aunque esta situacion viene cambiando, dado que su facil domesticacion permite que se explote comercialmente en Argentina (4), Brasil (1,5) Colombia (6) y Venezuela (7).

En Colombia las mayores poblaciones de chiguiro se localizan en la region de los Llanos Orientales, especialmente en las sabanas de los departamentos de Arauca, Meta, Casanare y Vichada (6). La poblacion no se encuentra amenazada, sin embargo, ciertos factores antropicos como la caza indiscriminada y los cambios en los sistemas de produccion animal plantean un futuro incierto para su sobrevivencia.

Del capibara se conocen aspectos relacionados con la biometria corporal y caracteristicas intestinales (8), comportamiento social (9-11) habitos alimenticios (12), pubertad (13) y ciclo estral (14), sin embargo, no hay informacion sobre las caracteristicas seminales.

El objetivo de este estudio fue evaluar las caracteristicas del semen y determinar el tamano de los espermatozoides del capibara, como paso previo a su crioconservacion y el establecimiento de bancos de germoplasma para posteriores desarrollos investigativos y biotecnologicos.

MATERIALES Y METODOS

Sitio de estudio y animales. Se utilizaron 10 machos adultos con un rango de peso entre 21-45 kg, sexualmente maduros, mayores de 15 meses, provenientes de dos parques agroecologicos de la ciudad de Villavicencio, departamento del Meta (temperatura media de 27[grados]C y humedad relativa del 77%). Los animales permanecian en espacios abiertos con hembras en grupo no mayores de 10 animales, antes de la toma de semen fueron mantenidos en ayuno por 12 horas. Todos los procedimientos utilizados fueron aprobados por el comite de bioetica de la Universidad de los Llanos, acta No 026 de Abril de 2010.

Anestesia. Se realizo restriccion fisica de los animales con una malla de Nylon de calibre No 4 y ojo de malla de 5 cm, pre medicados con atropina 0.044 mg/kg IM (Atropina zoo[R]), luego de 10 minutos se sedaron con ketamina 5 mg/ kg IM (Ketamina50[R], Holliday[R]) mas xilacina 0.2 mg/kg IM (Xilacina 20[R], Holliday[R]) de acuerdo con la tecnica descrita por West et al (15). La dosis de induccion no supero el 50% de la dosis total con el fin de mantener un plano de anestesia superficial. Durante todo el tiempo que duro el procedimiento se monitorearon las constantes fisiologicas como temperatura, frecuencias cardiaca y respiratoria.

Obtencion del semen. Cada animal fue suspendido en la misma malla con que habia sido restringido y colocado en posicion de decubito esternal, se realizo evacuacion de las heces del recto mediante la introduccion de 1 o 2 dedos con la mano enguantada, y luego se procedio al lavado del prepucio con suficiente agua y jabon. Se seco con papel absorbente toda la region desde el ano hasta el prepucio. Se introdujo una sonda transrectal de 2.5 cm de diametro x 16 cm de longitud previamente lubricada y acoplada a un electroeyaculador (Electrojac 5 Ideal Instruments[R] Michigan-USA). La electro estimulacion se realizo de forma manual iniciando con 1 Voltio por 4 segundos, seguido por 4 segundos de descanso y paulatinamente aumentando el voltaje a razon de 1 voltio hasta 6 voltios cada uno con su respectivo periodo de descanso hasta la obtencion del semen. La coleccion del semen se realizo en tubos conicos plasticos graduados de 1.5 mL (Flex Tubes(r) Eppendorf, New York, Estados Unidos).

Evaluacion del semen. Obtenido el semen se determino el color contrastando la muestra sobre un fondo oscuro, el volumen total de la muestra se midio con una micropipeta graduada de 5 a 200 jl (Eppendorf Research[R] New York, Estados Unidos). Se determino el pH impregnando una tira de papel indicador (Universal Indicator[R] Merck, Darmstadt, Alemania) con 20 [micron]l de la muestra. La motilidad en masa se obtuvo colocando 10 [micron]l en una lamina portaobjetos temperada a 35[grados]C sobre una platina termica (HT50[R] Minitube, Tiefenbach, Alemania) y observacion directa en un microscopio de luz a 10x (CX31[R] Olympus, Tokyo, Japon). La motilidad individual se observo directamente. Para determinar la viabilidad y morfologia se mezclaron 20 [micron]l de la muestra con 20 [micron]l de eosina nigrosina al 2% (Certistain[R] Merck, Darmstadt, Alemania) y se realizo un extendido fino dejando secar las laminas por 30 min. Los frotis se observaron en microscopio optico (CX31[R] Olympus, Tokyo, Japon) con objetivo de inmersion, se contaron 200 espermatozoides por placa. Los resultados se expresaron en porcentaje de espermatozoides vivos. La concentracion se determino diluyendo 10 [micron]l de semen en 1.0 mL de solucion salina formolada al 10% y se realizo el conteo en camara de Neubauer[R]. Los resultados se expresaron en millones/mL.

Morfometria de los espermatozoides. Se utilizo el software Image J, un sistema semiautomatico de procesamiento y analisis de imagenes (16) de acuerdo con la metodologia propuesta por Cruz (17), se seleccionaron al azar 42 espermatozoides de los frotis utilizados para valorar la morfologia. Se tomo un cuadrado con la region de interes (ROI por sus siglas en ingles) en donde estuviese la cabeza del espermatozoide. Se procedio a descomponer en las componentes de color (rojo, verde y azul) de la representacion original de la imagen para seleccionar la componente azul donde se presentaba un mejor contraste entre las cabezas de los espermatozoides y el fondo. Se realizo un proceso de mejoramiento de contraste y brillo para resaltar la region de la cabeza de los espermatozoides, seguidamente se segmento la region asociada a la cabeza utilizando el metodo de crecimiento de regiones, el cual consiste en elegir a una serie de pixeles iniciales, denominados puntos semilla; a los que se anaden nuevos pixeles con propiedades similares para constituir una region. Para ello, se examina si los pixeles contiguos a las semillas tienen niveles de gris parecidos, si es asi, se asume que pertenecen a la misma region y pasan a tener los mismos valores que los puntos iniciales. Es decir, si se cumple que la diferencia entre el nivel de gris f(x,y) de un pixel en la imagen y el nivel de gris del pixel del punto semilla f([S.sub.xi], [S.sub.yi]) es menor que un valor de umbral preestablecido T, entonces el pixel de las coordenadas (x,y) es asociado a la region tal como se describe en la siguiente ecuacion (18).

|f(x,y)-f([S.sub.xi], [S.sub.yi])| <T

Finalmente la region seleccionada por el crecimiento de regiones (Figura 1) fue binarizada (Figura 2), lo que significa crear una nueva imagen que tendra el valor de uno en la region asociada a la cabeza y cero en el resto de la imagen, esto para separar el objeto de interes (la cabeza del espermatozoide) para luego aplicar las medidas morfologicas. Antes de aplicar la descripcion morfometrica de la cabeza, se aplico la operacion de morfologia matematica conocida como cierre para depurar, suavizar y definir mejor el contorno de la forma de la cabeza.

[FIGURA 1 OMITIR]

[FIGURA 2 OMITIR]

Descriptores morfologicos. En el analisis morfometrico se utilizaron algunos descriptores de forma usados convencionalmente en el procesamiento de imagenes, que fueron provistos por el software Image J para el analisis de particulas fijando el tipo de medidas. La descripcion de cada uno de los descriptores morfologicos utilizados en este estudio fue:

Area (A). Numero de pixeles dentro de la cabeza, incluyendo los bordes.

A = N-1[SIGMA]I=0 N-1[SIGMA]j=0 g(i,j)

Perimetro (P). Numero de pixeles que forman el borde de la cabeza.

Compacidad. Combinacion de los dos anteriores e invariante al tamano del objeto. Tambien llamado circularidad ya que alcanza su minimo valor de 4p para un circulo.

[P.sup.2]/A

Largo (L). Es la longitud mayor de la cabeza del espermatozoide, incluyendo el acrosoma. En la figura 3 se ilustra con la linea amarilla.

Ancho (W). Es la longitud menor de la cabeza que es perpendicular al largo (L). En la figura 3 se ilustra con una linea verde.

[FIGURA 3 OMITIR]

Circularidad. Esta medida de forma describe el grado de circularidad que tiene el objeto de interes. De tal forma que tiene un valor de 1 cuando es un circulo perfecto y 0 cuando es una linea y esta definida por la siguiente formula:

P2/4[pi] X A

Excentricidad. Tambien conocido como relacion de aspecto o factor de forma. Esta definido como la razon entre el largo y el ancho.

L/W

Redondez. Es un factor de forma cuyo minimo valor es la unidad correspondiente a un circulo. Esta definido por la siguiente formula, en donde el factor de ajuste 1.064 corrige el perimetro debido al efecto de bordes producido por la digitalizacion de la imagen.

[P.sup.2]/4[pi] X A X 11.064

Elongacion. Esta definida como la razon entre la diferencia y la suma del largo y ancho, tal como se presenta en la siguiente formula:

(L-W)/(L+W)

Medidas de la cola del espermatozoide. Se obtuvieron dos medidas, la longitud total de la cola desde su insercion hasta el final de la pieza terminal y la distancia de extremo a extremo de esta. En la figura 4 se presenta una imagen de ejemplo a la cual se le realizaron estas medidas, en rojo se ilustra el marcado de la longitud de la cola (LC) y en amarillo la distancia de extremo a extremo (DEE). Una relacion entre estas dos medidas permite ver el grado de torsion de la cola, lo cual determina los tipos mas comunes de anormalidades de la cola.

[FIGURA 4 OMITIR]

Analisis estadistico. Se creo una base de datos en Microsoft Excel,2010 y los resultados analizados mediante estadistica descriptiva con el programa Statistical Package for Social Sciences SPSS 17.0. Los datos se expresaron en valores promedio, desviacion estandar, maximos y minimos.

RESULTADOS

No se observo efectos adversos de la anestesia sobre las constantes fisiologicas. La respuesta a la electroeyaculacion fue del 100% (10/10) y en el 80% de las muestras (8/10) se observaron espermatozoides. El voltaje en el cual se obtuvo la muestra fue de 6V en 8 de 10 animales. El eyaculado fue de color blanco lechoso, las demas caracteristicas del semen se presentan en la tabla 1.

Las principales alteraciones morfologicas de los espermatozoides fueron cabezas en punta de diamante 24[+ o -]9.67 (19.7%), cabezas redondas 9.37[+ or -]8.37 (7.7%) y cabezas alargadas 3.25[+ or -]6.11 (2.7%). Las medidas de la cabeza y la cola de los espermatozoides se presentan en la tabla 2.

DISCUSION

El protocolo anestesico utilizado no afecto las constantes fisiologicas, ni puso en riesgo la vida de los animales, por lo que se considera una tecnica segura y sugiere su utilizacion en otros mamiferos silvestres de menor tamano. Sin embargo, se requieren estudios que permitan evaluar otros protocolos anestesicos, como el propofol, que ya fue utilizado en el pecari de collar rojo (Tayassu tajacu), donde se obtuvo un mayor volumen de semen mediante electroeyaculacion (19).

La obtencion del semen en el capibara fue posible mediante electroeyaculacion y constituye el primer reporte en esta especie. No existen anteriores estudios que permitan contrastar estos resultados, por lo que pueden ser tomados como valores de referencia. Mediante la misma tecnica se ha obtenido semen en mamiferos roedores de menor tamano como agouti (Dasyprocta leporina) (20) y el pecari de collar rojo (Tayassu tajacu) (19). En otros estudios mediante la electroeyaculacion en roedores y cerdos de guinea, los resultados de las caracteristicas seminales han sido variables (21).

Los valores del volumen y la concentracion del semen deben ser analizados con cuidado, ya que no representan valores reales. Es conocido que mediante electroeyaculacion se obtiene muestras mas diluidas por una mayor secrecion de las glandulas anexas. La concentracion espermatica (127 x 106 espermatozoides/mL) fue menor a la observada en Agouti (Dasyprocta aguti) (748 x 106 espermatozoides/mL). Igual motivo de discusion plantea la obtencion de las muestras de semen bajo anestesia ya que se ha encontrado un mayor porcentaje de exito en animales conscientes versus animales anestesiados (22,23).

El pH basico del semen (pH: 8.14) fue menor aunque sin grandes diferencias al encontrado en agouti (Dasyprocta leporina)(pH: 8.3) (19) y difiere notablemente del reportado en espermatozoides de epididimo en Agouti (Dasyprocta aguti) (pH: 6.9) (24), lo que sugiere que la caracteristica basica del semen proviene en gran parte de las glandulas anexas.

El alto porcentaje de anormalidades espermaticas puede estar asociado con los animales muestreados, ya que no se seleccionaron de acuerdo con su organizacion social (machos dominantes y subordinados), es posible que aquellos subordinados tuviesen un menor numero de montas y que los espermatozoides llevaran un mayor tiempo de retencion en la cola del epididimo que conllevara a alteraciones morfologicas. Otro factor posiblemente implicado podria estar asociado con la epoca en que se realizo la toma de semen (por fuera de la epoca reproductiva). Si bien el capibara puede aparearse durante todo el ano, bajo condiciones adecuadas de cautiverio, presentan dos ciclos de apareamiento especialmente a la entrada de la epoca de lluvias (6).

La baja concentracion espermatica comparada con otros roedores de menor tamano puede ser el resultado de la tecnica utilizada o el menor indice somatico gonadal encontrado en estudios histologicos (25). Moreira et al (26), demostraron que el testiculo del capibara esta constituido de una mayor cantidad de tejido intersticial (celulas de Leidy) que de tejido productor de espermatozoides (tubulos seminiferos).

Respecto a la morfometria de los espermatozoides, diversos sistemas automaticos o semiautomaticos han sido utilizados para su determinacion. Las medidas de la longitud y ancho de la cabeza de los espermatozoides del capibara (L:5.41[+ or -]0.7; A:3.77[+ or -]0.5) fueron similares a los obtenidos en Dasyprocta aguti (L: 4.89[+ or -]0.4; A: 3.13[+ or -]0.35) (24). En este estudio fue evidente a la vez, una alta variabilidad en el tamano de los espermatozoides lo que coincide con estudios en otras especies animales en las cuales dicho hallazgo se ha asociado con la presencia de diferentes subpoblaciones de espermatozoides (27), aunque esto todavia no ha sido reportado en el capibara. Igualmente podria estar asociado con la variacion en la morfologia relacionada con la edad de los animales la cual fue altamente variable y ha sido encontrada en cerdos (28). La longitud de la cola de los espermatozoides (27.9[+ or -]1.1 [micron]m) fue menor al reportado en un estudio que incluyo 445 especies de mamiferos incluido el capibara (29). Sin embargo, es similar a la longitud reportada en aguti (Dasyprocta aguti) (29.91 [+ or -] 2.29 [micron]m) (24).

Se concluye que la obtencion de semen en el capibara mediante electroeyaculacion es posible y que las caracteristicas del semen y morfometricas de los espermatozoides son similares a las reportadas en otros roedores de menor tamano. La obtencion de semen y evaluacion de sus caracteristicas en esta especie, determina la posibilidad de su crio conservacion y su aplicacion con fines biotecnologicos o investigativos.

Agradecimientos

Universidad de los Llanos por la financiacion de este proyecto. Profesionales y personal administrativo del parque los Ocarros y Merecure. Licenciada Maria Rocio Parra auxiliar del laboratorio de Reproduccion y Genetica Animal de la Universidad de los Llanos. Estudiantes Monica Tatiana Rincon y Roger Alexis Morales, Ingeniero Angel Cruz por la digitalizacion de las imagenes y medicion de los espermatozoides.

Recibido: Julio de 2011; Aceptado: Marzo de 2012.

REFERENCIAS

(1.) Nogueira Filho, SLG. Manual de Criagao da Capivara. Vigosa-MG, Brasil: Centro de produgoes tecnicas - CPT; 1996.

(2.) Humbolt A. Von. Voyage aux regions equinoxiales du Nouveau Continent fait en 1799, 1800, 1801, 1802, 1803 et 1804, par Al. de Humbolt et A. Bompland. 1. Relation historique, N. Maze, Paris, 1819; 2: 1-722.

(3.) Ojasti J. Human explotation of capybara. In: Neotropical Wild life Use and Conservation. Ed: JG Robinson and KH Redford. USA: The University of Chicago Press: 1991.

(4.) Alvarez MR. Manejo sustentable del carpincho (Hydrochoerus hydrochaeris, Linnaeus 1766) en Argentina: un aporte al conocimiento de la biologia de la especie desde la cria en cautiverio [Tesis Doctoral]. Buenos Aires, Argentina: Universidad de Buenos Aires; 2002.

(5.) Hosken F M. Criagao e manejo de capivaras, Cuiaba/MT, Brazil: Edigao Sebrae; 1999.

(6.) Fuerbringer J. The capybara: a practical manual for raising them in captivity in Colombia, Temas Orientacion Agropecuaria 1974; 99:5-59.

(7.) Parra R, Escobar A, Gonzalez-Jimenez E. El chiguire: su potencial biologico y su cria en confinamiento, Informe Anual del Instituto de Produccion Animal, Maracay, Venezuela: Universidad Central de Venezuela; 1978.

(8.) Toshio OL, Soares BM, Fonseca CC, Rego de Paula TA, Neves MT. Aspectos biometricos y corporais e dos intestinos da capivara Hydrochoerus hydrochaeris, com em fases no desenvolvimento do ceco. Biotemas 2004; 17:177-190.

(9.) Azcarate T. Sociobiologia y manejo del capibara (Hydrochoerus hydrochaeris), Donana Acta Vertebrata 1980; 7:1-228.

(10.) Herrera EA, MacDonald D. Group stability and the structure of a capybara population. Symp Zool Soc Lond 1987; 58:115-130.

(11.) Maldonado-Chaparro A, Blumstein DT. Management implications of capibara (Hydrochoerus hydrochaeris) social behavior. Biological Conservation 2008; 141:1945-1952.

(12.) Silva Neto PB. Alimentagao e manejo de Capivaras (Hydrochoerus hydrochaeris, L. 1766) em Cativeiro. [Dissertagao de Mestrado]. Brasil: Escola Superior de Agricultura "Luiz de Queiroz"; 1989.

(13.) Lopez-Barbella S. Pubertad en hembras chiguires (Hydrochoerus hydrochoeris), Rev Fac Agron UCV 1993; 19:121-127.

(14.) Lopez-Barbella S. Determinacion del ciclo estral en chiguires (Hydrochoerus hydrochaeris). Acta Cient Venez 1982; 33:497-501.

(15.) West G, Heard D, Caulkett N. Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. 1a. Edic. Iowa, USA: Blackwell Publishing; 2007.

(16.) Image J. [en linea][Fecha de acceso 25 de Abril 2011] URL disponible en http:// rsbweb.nih.gov/ij/index.html

(17.) Cruz AA, Cardona DM, Forero MG. Prototipo de sistema experto para la clasificacion morfologica de celulas espermaticas en bovinos. En: II Congreso Colombiano de Computacion. Colombia. Bogota: Pontificia Universidad Javeriana; 2007.

(18.) Escalera A. Vision por Computador, fundamentos y metodos, Madrid: Pearson Educacion; 2001.

(19.) Souza ALP, Castelo TS, Queiroz JPAF, Barros IO, Paula VV, Oliveira MF, Silva AR. Evaluation of anesthetic protocol for the collection of semen from captive collared peccaries (Tayassu tajacu) by electroejaculation. Anim Reprod Sci 2009; 116:370-375.

(20.) Mollineau W, Adogwa A, Garcia G. A preliminary technique for electroejaculation of agouti (Dasyprocta leporina). Anim Reprod Sci 2007; 108:92-97.

(21.) Scott JV, Dziuk PJ. Evaluation of the electro-ejaculation technique and spermatozoa thus obtained from rats, mice and guinea pigs. Anat Rec 1959; 4:655- 64.

(22.) Tecirlioglu RT, Hayes ES, Trounson AO. Semen collection from mice: electroejaculation. Reprod Fertil 2002;14:363-371.

(23.) Busso JM, Ponzio MF, Chiaravigilo M, Fiol de cuneo M, Ruiz RD. Electroejaculation in the Chinchilla (Chinchilla lanigera): effects of anesthesia on seminal characteristics. Res Vet Sci 2005; 78:93-97.

(24.) Ferraz MS, de Menezes DJA, Pessoa GT, Cabral RM, Illera MJ, Silva AR, Carvalho MAM. Collection and evaluation of epididymal sperm in captive agoutis (Dasyprocta aguti). Theriogenology 2011; 75:459-462.

(25.) Paula TAR. Avaliagao histologica e funcional do testiculo de capivaras adultas (Hydrochoerus.hydrochaeris). [Tese de doutorado]. Belo Horizonte-MG: Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciencias Biologicas; 1999.

(26.) Moreira JR, Macdonald DW, Clarke JW. The testis of capybaras (Hydrochoerus hydrochaeris). J Mammal 1997; 78:1096-1100.

(27.) Dorado J, Molina I, Munoz-Serrano A, Hidalgo M. Identification of sperm subpopulations with defined motility characteristics in ejaculates from Florida goats. Theriogenology 2010; 74:795-804.

(28.) Quintero-Moreno A, Gonzalez-Villalobos D, Lopez-Brea JJ, Esteso MC, FernandezSantos MR, Carvalho-Crociata JL, et al. Valoracion morfometrica de la cabeza del espermatozoide del cerdo domestico segun su edad. Rev Cient (Maracaibo). 2009; 19(2):153-158.

(29.) Gage MJG. Mammalian sperm morphometry. Proc Biol Sci 1998; 265(1391):97-103.

Jose Rodriguez P, [1] M.Sc, Miguel Pena J, [1] MVZ, Agustin Gongora O, [1] * Ph.D, Ricardo Murillo P, [1] MVZ.

[1] Universidad de los Llanos, Escuela de Ciencias Animales. Grupo de Investigacion en Reproduccion y Genetica Animal, (GIRGA). Kilometro 12 via Puerto Lopez, Villavicencio-Meta, Colombia. * Correspondencia: agongora@unillanos.edu.co
Tabla 1. Caracteristicas del semen de capibara obtenido mediante
electroeyaculacion (n=10).

Caracteristicas del semen del capibara     Media [+ o -] SD

Volumen ([micro]L)                       135.5 [+ o -] 93.56

pH                                         8.14 [+ o - ]0.38

Motilidad masal (%)                      32.60 [+ o -] 13.46

Motilidad individual (%)                    34 [+ o -] 19.81

Viabilidad (%) Espermatozoide vivos       51.3 [+ o -] 19.42

Concentracion (Espermatozoide x 106/ml)    127 [+ o -] 59.01

Morfologia (%) Espermatozoide normales    51.3 [+ o -] 19.42

Tabla 2. Mediciones de la cabeza y la cola de espermatozoides de
capibara obtenidas mediante el software Image J.

                Media [+ o -] SD   Maximo   Minimo
Cabeza

L([micron]m)      5.41 [+ o -]  0.7     7.37      3.76
A([micron]m)      3.77 [+ o -]  0.5     5.70      2.54
Ar([micron]m2)   75.66 [+ o -] 20.6    46.22    153.51
P([micron]m)     15.27 [+ o -]  2.2    23.62     11.81
C([micron]m)      0.86 [+ o -]  0.05    0.95      0.74
E([micron]m)      1.39 [+ o -]  0.2     1.72      0.00
R(micron]m)       0.69 [+ o -]  0.14    0.92      0.00
El([micron]m)     0.17 [+ o -]  0.03    0.32      0.03

Cola

LC([micron]m)    27.9 [+ o -]  11.3    40.5       0.00
DEE([micron]m)   25.05 [+ o -] 10.7    0.37       0.00

L:largo; A:ancho; Ar:area; P:perimetro; C:circularidad;
E:excentricidad; R:redondez; El:elongacion; LC:longitud
de la cola; DEE:distancia de extremo a extremo.
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Title Annotation:ORIGINAL
Author:Rodriguez P., Jose; Pena J., Miguel; Gongora O., Agustin; Murillo P., Ricardo
Publication:Revista MVZ (Medicina Veterinaria y Zootecnia)
Date:May 1, 2012
Words:3995
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