Printer Friendly

Morfologia y citoquimica de cultivos celulares de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) y susceptibilidad a Leishmania panamensis (Kinetoplastida: Trypanosomatidae).

Desde comienzos del siglo XX los entomologos han tratado de mantener in vitro celulas de insecto como una herramienta en diferentes campos de estudio (Lynn 2002). Pero solo hasta 1962 Grace obtuvo la primera linea celular de insecto correspondiente a la polilla Antheraea eucalypti. Actualmente, existen mas de 500 lineas celulares establecidas a partir de diversos tejidos de insectos, siendo mayor el numero de estas en dipteros y lepidopteros (Lynn 2001).

La primera linea celular de Aedes aegypti fue establecida por Grace en 1966; posteriormente, se generaron otras lineas celulares de esta misma especie (Bhat y Singh 1969, varma y Pudney 1969). Desde entonces, diferentes cultivos celulares de mosquitos se han utilizado como sustratos para el aislamiento e identificacion de arbovirus. Sin embargo, existe en la actualidad una amplia gama de aplicaciones biotecnologicas (Singh 1972, Sudeep et al. 2005), asi como tambien biomedicas, principalmente en investigaciones con algunas bacterias y parasitos (Syafruddin et al. 1992, Dobson et al. 2002). En esta ultima linea de accion, es importante resaltar el estudio realizado por Fampa et al. (2003), en el cual se muestra la interaccion de ciertas especies de tripanosomatidos monoxenos con lineas celulares de A. albopictus, Anopheles gambiae y Lutzomyia longipalpis. De igual manera, se han realizado infecciones con Trypanosoma brucei en cultivos celulares del mosquito A. gambiae, en donde al parecer, no se disminuye la infectividad del parasito al utilizar estas celulas como sustrato (Kaminsky et al. 1987).

Con lo descrito en los anteriores antecedentes, se pretende resaltar la importancia que tienen los cultivos celulares de mosquitos, en el mantenimiento y estudio del ciclo biologico de tripanosomatidos, importantes en salud publica. Existen algunos trabajos en donde se reporta la infeccion de Leishmania en diferentes lineas celulares de macrofagos y celulas dendriticas (Berens y Marr 1979, Zuluaga y Robledo 2004, Sarmiento et al. 2006), pero son pocas las investigaciones relacionadas con la interaccion y maduracion del parasito en cultivos celulares de insectos. Recientemente, se ha podido demostrar que los cultivos celulares de L. longipalpis y L. spinicrassa son susceptibles a la infeccion con L. chagasi y L. braziliensis respectivamente (Miranda et al. 2005, Bello et al. 2005, Zapata et al. 2005).

Existe un primer trabajo de infeccion con L. donovani en cultivos celulares de A. albopictus, mosquito no vector de este patogeno, en el cual se obtuvieron formas amastigotas del parasito y se logro su mantenimiento en estos sustratos celulares (Dedet y Gaudin 1977). Tambien se realizo un estudio de susceptibilidad a la infeccion con L. chagasi y L. braziliensis en una linea celular de A. aegypti (Ardila et al. 2005), establecida en Colombia a partir de tejidos embrionarios del mosquito. Los registros de esta investigacion mostraron relativamente altos porcentajes de infeccion con ambas especies de parasitos, siendo mayor los resultados de infeccion con la especie L. braziliensis (29.8%), obtenidos durante el dia 6 post-infeccion; razon por la cual los autores concluyeron que estos cultivos celulares son un modelo alternativo in vitro para el estudio de los parasitos mencionados (Munoz et al. 2005).

En el presente trabajo se describe, por primera vez, algunas caracteristicas citoquimicas de los cultivos celulares de A. aegypti, infectados con L. panamensis; tambien se realizo un estudio morfologico de las celulas en cultivos y se reporta el porcentaje de infeccion de L. panamensis en estos sustratos celulares.

MATERIALES Y METODOS

Cultivos celulares e infeccion: El mantenimiento de los cultivos celulares, parasitos y la infeccion in vitro, fueron realizados en el Laboratorio de Entomologia, Biologia Celular y Genetica de la Universidad de La Salle. Los cultivos celulares de A. aegypti fueron sembrados en seis placas de petri de 35x10 mm e infectados con la cepa (MHOM/CO/87CL412) de L. panamensis, suministrada por el laboratorio de parasitologia del Instituto Nacional de Salud (INS). Los cultivos celulares, infectados con el parasito, fueron mantenidos en una mezcla de medios Grace/L15 suplementados con Suero Fetal Bovino (SFB) al 10%, a un pH 6.8 y una temperatura de 26[grados]C. En los dias 3, 6 y 9 post-infeccion se retiraron dos placas de petri, se lavaron con solucion salina y se les realizo el proceso de fijacion. De igual forma, se mantuvieron cultivos celulares del mosquito sin infectar.

Procesamiento de muestras para microscopia electronica: Se recibieron cultivos celulares con y sin infeccion. Las muestras fueron procesadas segun protocolos estandarizados en el Grupo de Microscopia y Analisis de Imagenes del Instituto Nacional de Salud de la siguiente forma: se fijaron con glutaraldehido al 3% en buffer fosfato 0.1M pH 7.2, luego, fueron lavadas tres veces con buffer fosfato 0.1M pH 7.2. Posteriormente, a los cultivos se le realizo una post-fijacion con tetroxido de osmio (OsO4) al 1% y fueron lavados con el mismo buffer fosfato mencionado anteriormente. Se realizo el proceso de deshidratacion con etanol al 50, 70, 80, 95% y finalmente dos cambios de etanol al 100%. La infiltracion fue realizada con cambios en mezclas de alcohol y resina epoxica Epon-Araldita en proporciones de 2:1 durante 1 h, 1:1 durante una hora y dos cambios de resina pura durante 24 h. Para la inclusion de las muestras se utilizo la mezcla de resina Epon-Araldita y se dejo polimerizando a 68[grados]C por 48 h.

Posterior al procesamiento de las muestras, se obtuvieron cortes semifinos de 1 [micron]m los cuales, fueron coloreados con azul de toluidina para su estudio morfologico. La observacion de las muestras fueron realizadas en un microscopio de luz Zeiss Axiophot.

Finalmente, se realizaron cortes ultrafinos de 60 a 90 nm, coloreados con acetato de uranilo y citrato de plomo. Para el estudio ultraestructural, se utilizo un microscopio electronico de transmision Zeiss EM 109.

Morfometria celular: La captura de imagenes de las celulas en los dias 3, 6 y 9 post-infeccion y de las celulas no infectadas, se realizo por medio de una camara Sony Hyper HAD CCD-IRIS/RGB adaptada a un microscopio de luz Zeiss Axiophot. Las imagenes digitales de las celulas no infectadas se analizaron por medio del software de acceso libre ImageJ version v1.38 (NIH; http://rsb.info.nih.gov/ij) (Rasband 1997-2006). Se realizo un estudio morfometrico en el cual se tuvieron en cuenta los parametros de largo y ancho de las celulas derivadas de los cultivos de A. aegypti, sin infeccion.

Citoquimica: La deteccion de carbohidratos, se realizo mediante la coloracion de PAS (Garcia del Moral 1993). Para esto las laminillas redondas de 12 mm infectadas con L. panamensis fueron fijadas con metanol y oxidadas con acido periodico al 0.5%. Finalmente se evidencio la presencia de carbohidratos con el reactivo de schiff y se realizo el contraste con hematoxilina de Harris. Las laminillas fueron deshidratadas, pasadas por Xilol y adheridas a una lamina con citoresina. La reaccion fue observada en el microscopio de luz Zeiss Axiophot.

Se realizo la deteccion de peroxidasa por medio de la tecnica de Diaminobencidina (Garcia del Moral 1993). Las celulas de A. aegypti cultivadas en laminillas redondas de 12 mm e infectadas con L. panamensis fueron fijadas con metanol y tratadas con una solucion de 3.3'-diaminobenzidina a una concentracion de 10 mg en 15 ml de buffer TRIS y 12 [micron]l de [H.sub.2][O.sub.2] al 30%. Despues de lavar, deshidratar y pasar por Xilol, la laminilla fue adherida a la lamina con citoresina. La observacion fue hecha en un microscopio de luz Zeiss Axiophot.

Analisis estadistico: Los datos fueron analizados en el software Statistix 1.0 para Windows. Se les aplico la prueba de Anova de una via y el test de Tukey. Los resultados de la morfologia celular, porcentaje de celulas con granulos PAS positivo y porcentaje de celulas con vacuolas PAS positivo, fueron analizados en Microsoft Excel 2002, en donde se obtuvo promedio, desviacion estandar y error estandar.

RESULTADOS

Morfologia: En los cultivos celulares correspondientes a celulas no infectadas, se observaron dos grupos de celulas morfologicamente diferentes: uno constituido por celulas de apariencia fibroblastoide con unas dimensiones de 10.84 [+ or -] 2.54 [micron]m de largo y 5.31 [+ o -] 1.26 [micron]m de ancho, cuyo citoplasma presentaba algunas vacuolas, como se observa en la Fig. 1. El otro grupo estuvo conformado por celulas de apariencia epitelioide, de unas dimensiones entre 23.04 [+ o -] 4.00 [micron]m de largo y 13.96[+ o -]3.70 [micron]m de ancho, con un nucleo prominente y citoplasma ocupado por numerosas vacuolas (Fig. 1). Estas ultimas predominaron sobre las de apariencia fibroblastoide.

[FIGURA 1 OMITIR]

El Cuadro 1 nos muestra el promedio del tamano celular (longitud y amplitud) de las dos morfologias celulares encontradas.

Citoquimica: Con relacion a la reaccion de PAS, se evidencio un 7.08% de celulas con granulos PAS positivo infectadas con L. panamensis (Cuadro 2). La Fig. 2A muestra una celula de A. aegypti, con granulos color magenta en su citoplasma, caracteristico de la coloracion de PAS positivo, evidenciando posiblemente la presencia de carbohidratos, principalmente glucogeno y mucinas. Ademas, se observo un 50.93% de celulas infectadas con vacuolas que contenian un material que fue positivo a la coloracion de PAS, en un ambito de reaccion de debil a fuerte (Fig. 2B). La tecnica de la DAB fue negativa para la deteccion de peroxidasas.

En el Cuadro 2 se observa el porcentaje de celulas con granulos PAS positivo, asi, como el porcentaje de celulas con vacuolas que contenian un material que fue positivo a la coloracion de PAS, infectadas con el parasito.

Infeccion celular: La observacion de los cultivos celulares de A. aegypti infectados con L. panamensis, evidencio la presencia de formas amastigotas al interior de vacuolas parasitoforas durante los dias 3, 6 y 9 post-infeccion (Fig. 3). En la Fig. 4 se observo que en el dia 6 (18.90%), se presento el mayor porcentaje de infeccion con relacion a los dias 3 (14.06%) y 9 (15.59%), pero no se encontraron diferencias significativas segun la prueba de Anova (Tukey, p=0.5).

En el Cuadro 3 se observan los datos obtenidos del proceso de infeccion de la linea celular de A. aegypti con L. panamensis. Solo el porcentaje de promastigotes por celulas presento diferencias significativas (Tukey, p<0.05) en el dia 3 con relacion a los dias 6 y 9 segun la prueba de Anova.

Microscopia electronica de transmision: Ultraestructuralmente se identifico en las celulas del cultivo, con y sin infeccion, la presencia de organelos caracteristicos tales como: nucleo, mitocondrias, vacuolas y lisosomas. Las celulas de cultivos celulares sin infectar, presentaron un nucleo voluminoso, con poca cromatina condensada que ocupaba la mitad del citoplasma, el cual tenia un aspecto de panal; ademas se observo la presencia de vacuolas con y sin material fibrilar (Fig. 5A). En las celulas infectadas, se evidencio la presencia de formas promastigotas en el interior del citoplasma. Igualmente, se logro observar vacuolas con y sin material fibrilar. El nucleo se encontro mas al extremo de las celulas y en la mayoria de observaciones este se identifico muy eucromatico (Fig. 5B). Desde el punto de vista ultraestructural y de citoquimica, se puede sugerir la presencia tanto de lisosomas como de vacuolas con contenido enzimatico asociado con carbohidratos.

[FIGURA 2 OMITIR]

DISCUSION

La presencia de dos grupos diferentes de celulas en los cultivos celulares derivados del mosquito A. aegypti se debe, posiblemente, a los diversos tipos de tejidos disponibles, a partir de huevos embrionados utilizados durante la formacion de los cultivos primarios (Charpentier et al. 1995, Rey et al. 2000). Sin embargo, predominaron las formas de apariencia epitelioides, como lo registro Ardila et al. (2005), diferente a lo observado en las lineas celulares Mos. 20 y 29, derivadas de tejidos larvarios de A. aegypti que presentaron una morfologia en su mayoria fibroblastoide (varma y Pudney 1969, Ardila et al. 2005).

Las vacuolas que fueron apreciadas en las electromicrografias, son similares a las observadas en el citoplasma de una linea celular de A. triseriatus (Charpentier et al. 1995). El resultado positivo a la coloracion de PAS concuerda con lo descrito en una linea celular de A. eucalypti, en donde se menciona la presencia de vesiculas densas, las cuales fueron PAS positivo. Estas vesiculas fueron descritas como semejantes a lisosomas, aclarando que su naturaleza y funcion precisa no se habian determinado (Grace 1971). La evidencia ultraestructural obtenida en el presente trabajo, indica que efectivamente corresponden a lisosomas y su reaccion positiva a la coloracion de PAS, lo reafirma. En cuanto a la presencia del material PAS positivo, con diferente grado de intensidad, dentro de la gran cantidad de vacuolas citoplasmaticas y granulos, creemos que puede deberse a acumulacion de productos derivados del metabolismo celular.

[FIGURA 3 OMITIR]

Es importante resaltar que A. aegypti no es vector de Leishmania, pero si de otras infecciones que afectan a los animales y al hombre; entre estas tenemos: dengue, fiebre amarilla y filariasis (Brito et al. 1999, Harrington et al. 2005). No obstante, lineas celulares derivadas de mosquitos han sido utilizadas como posibles modelos in vitro para el establecimiento y aislamiento de algunos patogenos, que no estan necesariamente relacionados con sus hospederos naturales. Son ilustrativos al respecto, los ejemplos siguientes: en 1973 Buckley demostro la capacidad del Toxoplasma gondii de sobrevivir en tres lineas celulares de Aedes (A. albopictus, A. aegypti y A. w-albus). Mazzola et al. (1976, 1979), realizaron la infeccion de celulas de A. albopictus con Anaplasma marginale, en donde se observaron eritrocitos infectados con el parasito, fagocitados por las celulas de A. albopictus, asi como formas libres del parasito, en el citoplasma de estas. En el 2006 Horta et al., reportaron el aislamiento y establecimiento de Rickettsia felis en la linea celular C6/36 de A. albopictus. Estudios realizados por Dedet y Gaudin (1977), reportan la capacidad de internalizacion y transformacion del parasito L. donovani en cultivos celulares derivados del mosquito A. albopictus, logrando asi su infeccion.

[FIGURA 5 OMITIR]

En el presente trabajo se demostro que las formas promastigotas de L. panamensis tienen la capacidad de transformarse en amastigotes en celulas derivadas de tejidos embrionarios del mosquito A. aegypti; lo anterior, fue tambien observado con las especies L. chagasi y L. braziliensis en la misma linea celular de mosquito (Munoz et al. 2005). La adhesion e internalizacion del parasito en estos cultivos celulares, son debidos probablemente, a la posible actividad endocitica o fagocitica de algunas celulas del mismo cultivo. Lo cual coincide con los hallazgos registrados en celulas de origen embrionario de Drosophila, que permitieron detectar ciertos receptores parecidos al de los macrofagos en mamiferos que actuan en la fagocitosis (Echalier 1997).

En el proceso infectivo del parasito en los sustrato celulares derivados de A. aegypti, se debe tener en cuenta la presencia de ciertos carbohidratos en la superficie de promastigotes, responsables de la adhesion del parasito con el intestino del flebotomo (Sacks y kamhawi 2001). La forma promastigota de todas las especies de Leishmania sintetizan LPG, considerado el mayor glicoconjugado de superficie en el promastigote (Turco y Descoteaux 1992). Una de las funciones de esta molecula es la adhesion del parasito al epitelio intestinal del vector (Muskus y Marin 2002). Tambien, es posible que la afinidad del parasito con celulas derivadas de los mosquitos, pueda estar relacionada con sistemas ligando- receptor conservados en insectos (Munoz et al. 2005).

Los porcentajes de infeccion hallados en los dias 3, 6 y 9 postinfeccion, en este estudio, fueron mayores a los observados en cultivos celulares de A. aegypti infectados con L. chagasi, pero menores en comparacion a los infectados con L. braziliensis (Munoz et al. 2005). Estas diferencias tal vez sean debidas, al polimorfismo del LPG entre especies de Leishmania, lo cual ha demostrado que en condiciones in vivo, estas moleculas intervienen en la capacidad de adhesion del parasito con el intestino del vector (Pimenta et al. 1994). Por otro lado, el posible exito de la infeccion en las celulas de A. aegypti, se debe parcialmente a que la temperatura (26[grados]C) es optima para el mantenimiento de los cultivos y simultaneamente para los promastigotes de Leishmania (Zilberstein y Shapira 1994, Munoz et al. 2005).

Con los hallazgos observados en este trabajo por microscopia de luz y electronica se confirmo la internalizacion y transformacion del parasito, demostrando la capacidad que tiene las celulas de este cultivo celular de ser infectadas por L. panamensis, lo cual permitiria proponer a este cultivo celular como un posible modelo in vitro para el estudio de la interaccion parasito-vector.

AGRADECIMIENTOS

A Manuel Guillermo Forero por sus conocimientos y capacitaciones para el manejo del software ImageJ. A Cesar Augusto Diaz, por el apoyo brindado para el procesamiento de los resultados. A Andres Ramirez, por el manejo y mantenimiento de los cultivos celulares y los parasitos. A Colciencias y al Instituto Nacional de Salud por la financiacion del joven investigador Alfonso Arturo Miranda H. A la Universidad de La Salle, a la Universidad del Rosario y Colciencias por la financiacion del presente trabajo.

Recibido 16-I-2007. Corregido 30-VIII-2007. Aceptado 01-X-2007.

REFERENCIAS

Ardila, A., J. Escovar & F. Bello. 2005. Caracteristicas de nuevos cultivos celulares derivados de tejidos embrionarios de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Biomedica 25: 65-75.

Bello, F.J., A.J. Mejia, M.P. Corena, M. Ayala, L. Sarmiento, C. Zuniga & M.T. Palau. 2005. Experimental infection of Leishmania (L.) chagasi in a cell line derived from Lutzomyia longipalpis (Diptera:Psychodidae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz 100: 519-525.

Berens, R.L. & J.J. Marr. 1979. Growth of Leishmania donovani amastigotes in a continuous macrophagelike cell culture. J. Protozool. 26: 453-456.

Bhat, U.K. & K.R. Singh. 1969. Structure and development of vesicles in larval tissue culture of Aedes aegypti (L.). J. Med. Entomol. 6: 71-74.

Brito, A.C., G. Fontes, E.M. Rocha, D.A. Rocha & L. Regis. 1999. Development of Dirofilaria immitis (Leidy) in Aedes aegypti (L.) and Culex quinquefasciatus (say) from Maceio, Alagoas, Brazil. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 94: 575-576.

Buckley, S.M. 1973. Survival of Toxoplasma gondii in mosquito cell lines and establishment of continuous infection in vero cell cultures. Exp. Parasitol. 33: 23-26.

Charpentier, G., S. Belloncik, G. Ducros, D. Fontenille, L.Tian & J.M. Quiot. 1995. Establishment and characterization of three cell lines from Aedes triseriatus (Diptera: Culicidae). J. Med. Entomol. 32: 793-800.

Dedet, J.P. & O.G. Gaudin. 1977. Leishmania donovani multiplication in a cell line of Aedes albopictus. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 70: 535-536.

Dobson, S.L., E.J. Marsland, Z. veneti, K Bourtzis & S.L. O'Neill. 2002. Characterization of Wolbachia host cell range via the in vitro establishment of infections. Appl. Environ. Microbiol. 68: 656-660.

Echalier, G. 1997. Drosophila Cells in Culture. Academic, Nueva York, EEUU.

Fampa, P., M.S. Correa-da-Silva, D.C. Lima, S.M. Oliveira, M.C. Motta & E.M. Saraiva. 2003. Interaction of insect trypanosomatids with mosquitoes, sand fly and the respective insect cell lines. Int. J. Parasitol. 33: 1019-1026.

Garcia del Moral, R. 1993. El laboratorio de Anatomia Patologica. Interamericana, McGraw-Hill, Madrid, Espana.

Grace, T.D.C. 1962. Establishment of four strains of cells from insect tissue grown in vitro. Nature 195: 788-789.

Grace, T.D.C. 1966. Establishment of a line of mosquito (Aedes aegypti L.) cells grown in vitro. Nature 211: 366-367.

Grace, T.D.C. 1971. The morphology and physiology of cultured invertebrate cells, p. 171-208. In C. vago (ed.). Invertebrate Tissue Culture vol. 1. Academic, Nueva York, EEUU.

Harrington, L.C., T.W. Scott, K. Lerdthusnee, R.C. Coleman, A. Costero, G.G. Clark, J.J. Jones, S. Kitthawee, P. Kittayapong, R. Sithiprasasna & J.D. Edman. 2005. Dispersal of the dengue vector Aedes aegypti within and between rural communities. Am. J. Trop. Med. Hyg. 72: 209-220.

Horta, M.C., M.B. Labruna, E.L. Durigon & T.T. Schumaker. 2006. Isolation of Rickettsia felis in the mosquito cell line C6/36. Appl. Environ. Microbiol. 72: 1705-1707. Kaminsky, R., E. Beaudoin & I. Cunningham. 1987. Studies on the development of metacyclic Trypanosoma brucei sspp. cultivated at 27[degrees]C with insect cell lines. J Protozool. 34: 372-377.

Lynn, D.E. 2001. Novel techniques to establish new insect cell lines. In vitro Cell Dev. Biol. Anim. 37: 319-321. Lynn, D.E. 2002. Methods for maintaining insect cell cultures. J. Insect Sci. 2: 9.

Mazzola, V., T.E. Amerault & T.O. Roby. 1976. Survival of Anaplasma marginale in Aedes albopictus cells. Am. J. vet. Res. 37: 987-989.

Mazzola, V., T.E. Amerault & T.O. Roby. 1979. Electron microscope studies of Anaplasma marginale in an Aedes albopictus culture system. Am. J. vet. Res. 40: 1812-1815.

Miranda, A., W. Serrano, M. Ayala & F. Bello. 2005. Evaluacion del proceso infectivo de Leishmania Chagasi en la linea celular lulo, con base en variables ambientales y fisicoquimicas. Rev. Med. vet. 10: 23-38.

Munoz, C.C., A. Barreto & F. Bello. 2005. Analisis de la susceptibilidad de una linea celular de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) a la infeccion con Leishmania (L) chagasi y Leishmania (v) braziliensis. Rev. Cienc. Salud 3: 119-128.

Muskus, C.E. & V.M. Marin. 2002. Metacyclogenesis: a basic process in the biology of Leishmania. Biomedica 22: 167-177.

Pimenta, P.F., E.M. Saraiva, E. Rowton, G.B. Modi, L.A. Garraway, S.M. Beverley, S.J. Turco & D.L. Sacks. 1994. Evidence that the vectorial competence of phlebotomine sand flies for different species of Leishmania is controlled by structural polymorphisms in the surface lipophosphoglycan. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91: 9155-9159.

Rey, G., C. Ferro & F. Bello. 2000. Establishment and Characterization of a New Continuous Cell Line from Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae) and its Susceptibility to Infections with Arboviruses and Leishmania chagasi. Mem. Inst. Oswaldo Cruz 95: 103-110.

Sacks, D. & S. Kamhawi. 2001. Molecular aspects of parasite-vector and vector-host interactions in leishmaniasis. Annu. Rev. Microbiol. 55: 453-483.

Sarmiento, L., M. Ayala, S. Pena, G. Rodriguez, Z. Fermin & F. Tapia. 2006. Estudio ultraestructural de la fagocitosis de promastigotes y amastigotes de Leishmania mexicana por la linea de celulas dendriticas FSDC. Biomedica 26: 17-25.

Singh, K.R. 1972. Growth of arboviruses in arthropod tissue culture. Adv. virus Res. 17: 187-206.

Sudeep, A.B., D.T. Mourya & A.C. Mishra. 2005. Insect cell culture in research: Indian scenario. Indian J. Med. Res. 121: 725-738.

Syafruddin, A., R. Kamimura & F. Kawamoto 1992. Development of Plasmodium berghei ookinetes to young oocysts in vitro. J. Protozool. 39: 333-338.

Turco, S.J. & A. Descoteaux. 1992. The lipophosphoglycan of Leishmania parasites. Annu. Rev. Microbiol. 46: 65-94.

Varma, M.G. & M. Pudney. 1969. The growth and serial passage of cell lines from Aedes aegypti (L.) larvae in different media. J. Med. Entomol. 6: 432-439.

Zapata, L.A.C., C.E. Cardenas & F. Bello. 2005. Characterization of cell cultures derived from Lutzomyia spinicrassa (Diptera: Psychodidae) and their susceptibility to infection with Leishmania (Viannia) braziliensis. Med. Sci. Monit. BR 11: 457-464.

Zilberstein, D. & M. Shapira. 1994. The Role of pH and Temperature in the Development of Leishmania Parasites. Annu. Rev. Microbiol. 48: 449-470.

Zuluaga, M. & S.M. Robledo. 2004. Las celulas de Langerhans en la inmunidad a leishmaniasis. Biomedica 24: 302-317.

REFERENCIA DE INTERNET

Rasband, W.S. 1997. ImageJ. U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA. (Consultado: 1 febrero 2006, http://rsb.info.nih.gov/ij/).

Alfonso Arturo Miranda H. (1), Ladys Sarmiento (1), Maria Leonor Caldas M. (1), Cristina Zapata (2) & Felio Jesus Bello G. (3)

(1.) Grupo de Microscopia y Analisis de Imagenes, Instituto Nacional de Salud, Av. Calle 26 No 51-60 Bogota, Colombia. Fax: 2207700- ext 455; lsarmiento@ins.gov.co

(2.) Laboratorio de Entomologia, Biologia Celular y Genetica, Departamento de Ciencias Basicas Universidad de La Salle, Bogota, Colombia; angzapl@yahoo.com.mx

(3.) Instituto de Ciencias Basicas, Facultad de Medicina, Universidad del Rosario, Bogota, Colombia; fbello@urosario.edu.co
CUADRO 1
Promedio del tamano celular en cultivos celulares de A. aegypti

TABLE I
Average of the cellular size in cell cultures of A. aegypti

                                        Promedio          Error
Celulas          Parametros   N       ([micron]m) *      estandar

Apariencia         Largo      30   10.84 [+ o -] 2.54   [+ o -] 0.46
fibroblastoide     Ancho      30    5.31 [+ o -] 1.26   [+ o -] 0.23

Apariencia         Largo      30   23.04 [+ o -] 4.00   [+ o -] 0.73
epitelioide        Ancho      30   13.96 [+ o -] 3.70   [+ o -] 0.67

* = Promedio [+ o -] desviacion estandar.

CUADRO 2
Promedio de celulas con granulos PAS positivo y el promedio de celulas
con vacuolas PAS positivo, en cultivos celulares de A. aegypti
infectados con L. panamensis

TABLE 2
Average of cells with PAS positive grains and the average of cells
with PAS positive vacuols, in cell cultures of A. aegypti infected
with L. panamensis

Parametros       Celulas/campo      Promedio (%) *    Error estandar

Granulos PAS +        113         7.08 [+ o -] 2.73   [+ o -] 0.25%
Vacuolas PAS +        108        50.93 [+ o -] 5.2    [+ o -] 0.50%

* = Promedio [+ o -] desviacion estandar.

CUADRO 3
Promedio de datos obtenidos durante el proceso de infeccion

TABLE 3
Average of data collected during the infection process

                                     %
               %                Amastigotes           Amastigotes
Dia       Infeccion *            /celula *             /celula *

3     14.06 [+ o -] 9.60   18.23 [+ o -] 15.66   1.17 [+ o -] 0.26
6     18.90 [+ o -] 5.99   15.13 [+ o -] 5.98    1.40 [+ o -] 0.73
9     15.59 [+ o -] 4.43   13.03 [+ o -] 4.40    1.25 [+ o -] 0.28

               %
        Promastigotes/         Promastigotes/
Dia      en contacto *         en contacto *

3     12.63 [+ o -] 2.60     1.24 [+ o -] 0.43
6     7.17  [+ o -] 3.91     0.85 [+ o -] 0.37
9     6.52  [+ o -] 2.59     1.08 [+ o -] 0.16

* = Promedio [+ o -] Desviacion estandar.

Fig. 4. Porcentaje de infeccion de celulas de A. aegypti
infectadas con L. panamensis, los dias 3, 6 y 9 postinfeccion.

Fig. 4. Percentage of infection of A. aegypti infected cells
with L. panamensis, days 3, 6 and 9 post-infection.

Dias posinfeccion     % Infeccion

Dia 3                    14.06
Dia 6                    18.90
Dia 9                    15.59

Nota: Tabla derivada de grafico barra.
COPYRIGHT 2008 Universidad de Costa Rica
No portion of this article can be reproduced without the express written permission from the copyright holder.
Copyright 2008 Gale, Cengage Learning. All rights reserved.

Article Details
Printer friendly Cite/link Email Feedback
Author:Miranda H., Alfonso Arturo; Sarmiento, Ladys; Caldas M., Maria Leonor; Zapata, Cristina; Bello G., F
Publication:Revista de Biologia Tropical
Date:Jun 1, 2008
Words:4601
Previous Article:Free-living Acanthamoeba and Naegleria spp. amebae in water sources of Leon, Nicaragua.
Next Article:Histometria de la glandula sublingual de ratones (Mus musculus) machos y hembras infectados con la cepa RAL del parasito de Chagas, Trypanosoma cruzi.

Terms of use | Privacy policy | Copyright © 2019 Farlex, Inc. | Feedback | For webmasters