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Maturidade do ovario no cascudo Hypostomus strigaticeps (Siluriformes, Loriicaridae).

Introdução

Estudos reprodutivos ocupam importante lugar na investigação pesqueira por fornecer subsídios necessários à elaboração de programas visando à exploração racional e à preservação das espécies ícticas de rios e lagos (Barbieri, 1994).

Dentre os Siluriformes, os cascudos são considerados peixes de grande valor econômico, sendo muito explorados nos rios do Estado de São Paulo (Antoniutti et al., 1985). Caracterizam-se pela sua carapaça espessa e por sua boca em forma de ventosa. O gênero Hypostomus possui cerca de 110 espécies, sendo um dos grupos mais diversificados, colonizando todos os habitats aquáticos da América do Sul (Montoya-Burgos, 2003). Lowe-McConnell (1999), ao resumir as características de peixes neotropicais, trata Hypostomus como um grupo de desova reduzida, que apresenta cuidado parental e cuja época reprodutiva é pouco conhecida.

Segundo Cardone et al. (2006), uma grande variedade de espécies do gênero Hypostomus, em especial H. strigaticeps, pode ser encontrada no rio Corumbataí. Este rio é o principal afluente do rio Piracicaba, e, pela qualidade de suas águas abastece os municípios próximos a Rio Claro e Piracicaba, Estado de São Paulo (Troppmair, 1992).

A descrição original de Hypostomus strigaticeps foi feita por Regan (1907), baseado em exemplares do rio Piracicaba, Estado de São Paulo. A espécie é vulgarmente chamada de cascudo-pintado (Nomura e Mueller, 1982). Apresenta o corpo escuro, com manchas claras na cabeça, corpo e raios das nadadeiras, sendo comum formas nas quais as manchas da cabeça e de parte do corpo se unem formando reticulações (Gosline, 1948).

Estudos reprodutivos de Hypostomus, enfocando ovogênese, foram realizados para H. affinis (Mazzoni e Caramaschi, 1997a; Duarte e Araújo, 2002); H. albopunctatus (Antoniutti et al., 1985); H. ancistroides (Watanabe et al., 1987); H. commersonii (Agostinho et al., 1982); H. luetkeni (Mazzoni e Caramaschi, 1997b); H. grupo punctatus (Menezes e Caramaschi, 1994); H. tietenses (Favaro e Chaves, 1999). Porém, são escassos os estudos reprodutivos com H. strigaticeps, existindo apenas uma caracterização biológica, realizada por Nomura e Mueller (1982).

O objetivo do presente trabalho foi descrever o desenvolvimento ovariano e criar uma escala de maturidade para H. strigaticeps.

Material e métodos

Foram coletadas 332 fêmeas de Hypostomus strigaticeps, em amostragem mensais, realizadas no alto curso do rio Corumbataí, à montante da cidade de Corumbataí, Estado de São Paulo (22[degré]12'47"S e 47[degré]37'40"O), durante o período de julho de 2002 até junho de 2004.

Para cada exemplar foram mensurados o comprimento-padrão (precisão de 1 mm) e a massa total (precisão de 0,01 g). Por meio de uma incisão ventral, foram observadas as características morfológicas macroscópicas de vascularização, forma, coloração, proporção ocupada na cavidade abdominal, presença e diâmetro dos ovócitos visíveis. Procedeu-se à retirada dos ovários para a mensuração de suas massas (precisão de 0,01 g). Posteriormente, os ovários foram fixados, em solução de Bouin, por até 20h, e processados com técnicas histológicas rotineiras, com inclusão em parafina, secções ao micrótomo, com cortes de 5 [micro]m de espessura, e as lâminas foram coradas com hematoxilina e eosina.

Microscopicamente, foram observados, sequencialmente, o tamanho, forma e frequência de ocorrência dos diferentes tipos de ovócitos; a concentração, distribuição e presença de estruturas nucleares e citoplasmáticas; a presença de membranas e células acessórias e a afinidade tintorial.

O índice gonadossomático (IGS) foi calculado, a partir da fórmula:

IGS = massa do ovário/massa total x 100

O IGS foi estimado para cada estádio de maturação, foi, também, realizada a mensuração do diâmetro de 20 ovócitos, em cada fase, e estimados os diâmetros médios.

Resultados e discussão

Estudos que envolvem a ovogênese e classificação gonadal são pré-requisitos para a compreensão do ciclo de vida dos peixes. Segundo Brandão et al. (2003), muitos estudos sobre a ovogênese de peixes foram realizados, e variações nas classificações das fases de desenvolvimento dos ovócitos são, rotineiramente, observadas na literatura. Para Romagosa (1991), há autores que consideram as características nucleares, citoplasmáticas e de vitelo; outros, o tamanho e alguns, os diferentes estágios de desenvolvimento dos ovócitos, as camadas foliculares e a zona radiata. O acréscimo ou omissão de fases do desenvolvimento, ou a utilização de nomes ou números diferentes para a designação das mesmas fases do desenvolvimento causa dificuldades de interpretação e compreensão (Zaiden, 2000). No gênero Hypostomus, Favaro e Chaves (1999) classificaram a ovogênese do H. cf tietenses, em cinco fases, com uma subdivisão da fase III, em três subfases, de acordo com a localização dos alvéolos corticais. Para H. affinis, Mazzoni e Caramaschi (1997a) classificaram em cinco fases, e Duarte e Araújo (2002), em quatro fases. Para H. grupo punctatus, Menezes e Caramaschi (1994) classificaram a ovogênese em quatro fases.

No presente trabalho, para H. strigaticeps, procurou-se adotar critérios que simplificassem, ao máximo, a identificação das fases da ovogênese. Foram adotados como critérios principais: a presença de alvéolos corticais, e, também, a presença de grânulos de vitelo; a quantificação dos grânulos de vitelo, no citoplasma, a posição do núcleo, no citoplasma, além do diâmetro dos ovócitos. Baseando-se nestes critérios, os ovócitos observados foram caracterizados em seis fases: Cromatinanucléolo (fase 1), Perinucleolar (fase 2), Alvéolocortical (fase 3), Vitelogênico (fase 4), Maduro (fase 5) e Atrésico (fase 6) (Wallace e Selman, 1981) (Figura 1).

Os ovócitos Cromatina-nucléolo (fase 1) (Figura 1A) foram os menores ovócitos visualizados. Possuem núcleo e nucléolo relativamente grandes. São encontrados em ninhos, nas lamelas ovulígeras.

Vazzoler (1996) considerou, como ovócitos cromatina-nucléolo, as ovogônias e ovócitos, nas primeiras fases do desenvolvimento, sendo estas visíveis em ovários imaturos, em repouso e nas últimas etapas dos ovários em recuperação. Favaro e Chaves (1999) revisaram a questão e também consideraram os ovócitos cromatina-nucléolo como ovogônias. Zaiden (2000) distingue as ovogônias dos ovócitos cromatina-nucléolo e comenta que pela dificuldade de distinção entre estes tipos celulares, muitas vezes se encontram, nas classificações, apenas a designação para ovócitos cromatina-nucléolo. No presente trabalho, as ovogônias foram consideradas ovócitos cromatina-nucléolo.

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Os ovócitos Perinucleolar (fase 2) (Figura 1B) apresentavam o formato angular, o citoplasma intensamente basofílico e, à medida que foram se desenvolvendo, tornaram-se mais arredondados e foram perdendo a basofilia. Nos núcleos, foram observados numerosos nucléolos. No citoplasma, notou-se a presença do núcleo vitelínico fortemente basofílicos. O diâmetro médio foi de 0,19 mm (Figura 2).

Favaro e Chaves (1999) afirmaram que a forte basofilia citoplasmática do ovócito, na fase perinucleolar, deve-se à intensa síntese protéica. Agostinho et al. (1982) subdividiram, para H. commersoni, a fase perinucleolar em inicial, intermediária e avançada, diferenciando pela intensidade da basofilia. Os ovócitos perinucleolares de H. strigaticeps foram encontrados em todos os estágios de desenvolvimento dos ovários. A ocorrência de tal fato é normal, pois estes ovócitos dão origem às populações que iniciarão a vitelogênese (Vazzoler, 1996). Chaves e Vazzoler (1984) e Ganeco et al. (2001) denominaram estes ovócitos como de "estoque de reserva" pelo fato de ficar armazenadas para maturação no ano seguinte.

Nos ovócitos perinucleolares de H. strigaticeps, foram observados os núcleos vitelínicos, que, concordando com Agostinho et al. (1982), Favaro e Chaves (1999) e Ganeco et al. (2001) foram encontrados próximo ao núcleo da célula e apresentaram-se como uma mancha circular de granulação basófila. Os núcleos vitelínicos são encontrados apenas nas fases de crescimento avitelogênico do ovócito (Agostinho et al., 1982).

Os ovócitos Alvéolos-corticais (fase 3) (Figura 1C) foram caracterizados pela presença das vesículas, ou alvéolos corticais, no citoplasma ao redor do núcleo que se deslocam para a periferia da célula com o desenvolvimento do ovócito. O núcleo apresentou vários nucléolos em sua periferia. À medida que o ovócito se desenvolveu, ocorreu também perda da basofilia do citoplasma. A zona radiata e a camada granulosa tornaram-se mais evidentes. A média do diâmetro foi de 0,64 mm (Figura 2).

Os alvéolos corticais tem sido descritos como vacúolos corticais, vitelo intravesicular, vitelo caboidratado e vesícula de vitelo. (Guraya, 1986; Menezes e Caramaschi, 1994; Narahara, 1995). No presente trabalho, foi observada a presença de alvéolos espalhados pelo citoplasma, nos ovócitos alvéolo-corticais de menor diâmetro e na periferia do citoplasma nos de maior diâmetro, fato também observado para outros Hypostomus (Agostinho et al., 1982; Mazzoni e Caramaschi, 1997a). Favaro e Chaves (1999) subdividiram a fase de Alvéolocortical em três, de acordo com a localização dos alvéolos corticais no citoplasma.

Para H. strigaticeps, na fase de ovócito Alvéolocortical, foram observadas claramente a zona radiata e a camada granulosa, sendo estas características fundamentais para diferenciar os ovócitos na fase Perinucleolar daquelas da fase Alvéolo-cortical. A zona pelúcida (Cavalcanti, 1994) ou, ainda, a membrana vitelínica ou a zona radiata, devido à presença de estrias radiais (Vazzoler, 1996), é um envoltório acelular acidófilo que circunda os ovócitos de teleósteos, com a função de intermediar a passagem de substâncias para o interior dos ovócitos e protegê-los após a desova (Hurley e Fisher, 1966).

Nos ovócitos Vitelogênicos (fase 4) (Figura 1D), foi observada a deposição dos grânulos de vitelo intensamente acidófilos que se iniciou na periferia da célula e progrediu para o centro. A zona radiata, fortemente acidófila, e camada granulosa apresentaram-se bem espessas. O núcleo mostrou contorno irregular e vários nucléolos em sua periferia. A média do diâmetro foi de 1,32 mm (Figura 2).

Os ovócitos Maduros (fase 5) (Figura 1E) apresentaram os maiores diâmetros, possuindo o citoplasma totalmente ocupado pelos grânulos de vitelo. A deposição de proteínas vitelínicas, nos ovócitos dos teleósteos, contribui com 80-90% do seu peso seco, sendo o principal responsável pelo crescimento ovocitário (Selman e Wallace, 1989). O núcleo apresentou formato irregular, posição excêntrica e muitos nucléolos. A média do diâmetro, o maior observado, foi de 2,81 mm (Figura 2).

Os ovócitos Atrésicos (fase 6) (Figura 1F) caracterizaram-se pela desorganização e reabsorção do vitelo, e, em fases mais avançadas, foram observadas a perda da forma arredondada e a fragmentação da zona radiata. Segundo Hoar (1969), a atresia folicular ocorre antes e após a desova, em ambientes naturais ou artificiais.

Para H. strigaticeps, foram observados ovócitos atrésicos e pós-ovulatórios, apenas em ovários desovados. Os folículos pós-ovulatórios originam-se das células foliculares, a partir dos folículos que liberaram os ovócitos (Vazzoler, 1996). Algumas horas após a ovulação, os folículos pós-ovulatórios entram em processo de reabsorção (Narahara, 1995).

[FIGURE 2 OMITTED]

A definição de uma escala de maturidade é fundamental para a compreensão do ciclo reprodutivo e para previsões de comportamento que uma população sofre durante o ano (Cavalcanti, 1994; Dias et al., 1998).

Segundo Dias et al. (1998), escalas de maturidade macroscópicas podem ser usadas desde que sejam utilizadas escalas simplificadas com pequeno número de estádios; sejam realizadas análises microscópicas de uma parcela significante, de ovários em estádio de maturação em espécies com desova parcelada; e se utilize de índices quantitativos, como o IGS. Para Ganeco et al. (2001), somente o IGS ou e/ou análise macroscópica não são suficientes para a determinação dos estádios de maturação das gônadas, pois não permitem distinção clara dos estádios de maturação sucessivos, tendo as análises microscópicas importância fundamental na identificação exata.

Para H. strigaticeps, seguindo as recomendações citadas, a escala de maturidade (Figura 3) foi criada a partir das características microscópicas de presença e frequência dos tipos celulares. Macroscopicamente, foram observadas características de vascularização, forma, coloração e proporção ocupada na cavidade celomática. Concomitante a essas observações, foram utilizados os dados do IGS por estádio de maturidade (Figura 4). Para outros Hypostomus, escalas foram criadas com diferentes estádios e critérios (Agostinho et al., 1982; Antoniutti et al., 1985; Menezes e Caramaschi, 1994; Mazzoni e Caramaschi, 1997a; Mazzoni e Caramaschi, 1997b; Duarte e Araújo, 2002).

[FIGURE 3 OMITTED]

Os ovários, em estádio Repouso (Figura 3A), apresentaram-se transparentes, finos, curtos, sem vascularização visível e ocuparam menos de um terço da cavidade visceral. Microscopicamente, foram caracterizados pela presença de muitos ovócitos perinucleolares e alguns na fase de cromatina-nucléolo. O IGS médio, nesse estádio, foi de 0,18 (Figura 4).

[FIGURE 4 OMITTED]

Os ovários, em estádio de Maturação (Figura 3B), possuíam coloração esbranquiçada, formatos cilíndricos, eram longos, com pouca vascularização e tinham poucos ovócitos evidentes a olho nu. Com o desenvolvimento, a coloração tornou-se amarela, a vascularização começou a aparecer, o formato tornou-se saculento, o número de ovócitos visíveis aumentou. Ao final desse estádio, os ovários mostraram coloração amarelo brilhante, vascularização evidente, vários ovócitos visíveis a olho nu e ocuparam grande porção da cavidade abdominal. Nos ovários em início de maturação, microscopicamente, puderam ser observados ovócitos na fase perinucleolar e alguns, no alvéolocortical. No final da maturação, verificaram-se ovócitos perinucleares, alvéolo-cortical e vitelogênicos. O IGS médio, nesse estádio, foi de 0,68 (Figura 4).

Os ovários, em estádio Maduro (Figura 3C), ocuparam o maior espaço na cavidade abdominal e coloração amarela transparente. Microscopicamente, houve a predominância de ovócitos maduros, porém foram encontrados alguns ovócitos perinucleolares e vitelogênicos. O IGS médio, nesse estádio, o maior observado, foi de 7,29 (Figura 4).

Os ovários, em estádio Desovado (Figura 3D), mostraram-se flácidos, com coloração escura, com massa e volume diminuídos, onde foi possível se visualizar alguns ovócitos. Microscopicamente, foram caracterizados pela presença de folículos pósovulatórios e ovócitos atrésicos. O IGS médio, nesse estádio, foi de 2,60 (Figura 4).

Para H. strigaticeps, o estádio pós-desova foi denominado desovado, visto que as coletas foram realizadas em ambiente natural. Já, Zaniboni Filho e Resende (1988) preferiram o termo esvaziado. Zaiden (2000) e Ganeco et al. (2001) preferiram o termo regressão por estudarem peixes em cativeiro.

A escala de maturidade do presente trabalho, com quatro estádios, torna possível a utilização simples e direta em trabalhos de campo, diminuindo erros de identificação e possibilita a criação de subdivisões ou divisões que podem fornecer subsídios para estudos reprodutivos mais aprofundados.

Conclusão

Para Hypostomus strigaticeps, foram observados seis tipos de ovócitos: Cromatina-nucléolo, Perinucleolar, Alvéolo-cortical, Vitelogênico, Maduro e Atrésico, permitindo a construção de uma escala de maturidade, a partir de observações microscópicas, macroscópicas e do índice gonadossomático com quatro fases: Repouso, Maturação, Maduro e Desovado.

Agradecimentos

Ao Sr. Orandi Mateus, pelo auxílio na confecção de lâminas, e à Fapesp, pela bolsa concedida (Processo no 03/09524-0).

Received on August 22, 2007. Accepted on November 26, 2007.

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Erico Luis Hoshiba Takahashi (1) *, Roberto Goitein (1,2) e Laura Satiko Okada Nakaghi (1,3)

(1) Centro de Aquicultura, Universidade Estadual Paulista, Via de Acesso Prof. Paulo Donato Castellane, km 5, 14884-900, Jaboticabal, São Paulo, Brasil. (2) Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista, Rio Claro, São Paulo, Brasil. (3) Departamento de Morfologia e Fisiologia Animal, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal, São Paulo, Brasil. *Autor para correspondência. E-mail: ericolht@yahoo.com.br
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Title Annotation:texto en portugués
Author:Hoshiba Takahashi, Erico Luis; Goitein, Roberto; Okada Nakaghi, Laura Satiko
Publication:Acta Scientiarum Biological Sciences (UEM)
Date:Jan 1, 2008
Words:3810
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