Printer Friendly

Inmunidad celular en ganado vacuno lechero naturalmente infectado con Fasciola hepatica en Cajamarca, Peru.

CELLULAR IMMUNE RESPONSE IN DAIRY CATTLE NATURALLY INFECTED WITH FASCIOLA HEPATICA IN CAJAMARCA, PERU

INTRODUCCION

La infeccion por Fasciola hepatica es considerada en el Peru como una enfermedad infecciosa parasitaria emergente en salud publica (Marcos et al, 2007). Asimismo, es la zoonosis helmintica mas importante en varias regiones del mundo, afectando principalmente a humanos, bovinos, ovinos y caprinos (Robinson y Dalton, 2009). La enfermedad humana y animal esta distribuida en el 71% del territorio peruano y es endemica de la sierra (Claxton et al, 1997; Marcos et al, 2004; Valencia et al, 2005; Lopez et al, 2012). En la provincia de Cajamarca, donde la industria lechera es una actividad economica importante, la prevalencia en el ganado bovino es superior al 75% (SENASA, 2007).

En zonas endemicas del Peru, la enfermedad en el ganado constituye un significativo impacto economico, con perdidas no menores a los US$50 millones al ano (Espinoza et al, 2010). Estas perdidas son principalmente por disminucion de la produccion lechera y de la fertilidad, menor ganancia de peso, decomiso de organos en los centros de beneficio y costos en el tratamiento antiparasitario. La fasciolosis en el ganado bovino lechero en Cajamarca se controla principalmente por quimioterapia y apoyada con actividades de manejo agropecuario; sin embargo, el problema persiste y empeora, debido a la resistencia que ha mostrado el parasito a dosis estandares de triclabendazol, el antihelmintico mas usado contra esta parasitosis (Ortiz et al, 2013).

Aunque el uso de una vacuna es una estrategia que podria controlar eficazmente el problema de la fasciolosis en Cajamarca, todavia no ha sido posible su desarrollo, debido a vacios de conocimiento sobre las caracteristicas de la respuesta inmunitaria del hospedero a la infeccion (Ortiz et al, 2000) y se carece de estudios que permitan entender la respuesta inmunitaria celular en ganado con infeccion natural. Por tal motivo, el presente trabajo evaluo la capacidad de proliferacion y la expresion de citoquinas (IFN-[gamma] e IL-4) en celulas mononucleares de sangre periferica (PBMC) de terneras y vacas infectadas naturalmente, frente a un antigeno no especifico, la fitohemaglutinina (PHA) y frente a dos antigenos especificos de excrecion/secrecion del estadio inmaduro (FhESPI) y maduro (FhESP-M) de F hepatica.

MATERIALES Y METODOS

Ubicacion

El presente estudio fue realizado en el valle de Cajamarca, Peru, y en el Laboratorio de Inmunologia e Investigacion de la Facultad de Ciencias Veterinarias de la Universidad Nacional de Cajamarca (UNC).

Animales y Diseno Experimental

Dieciocho animales hembras de raza Holstein fueron seleccionados de varios establos lecheros, donde 12 animales estaban infectados naturalmente con F hepatica. Las terneras tenian entre 4 y 8 meses de edad y las vacas, entre 2 y 6 anos. La infeccion fue demostrada por estudio coproparasitologico (tecnica de sedimentacion rapida) e inmunologico (inmunoblot). Muestras de sangre fueron obtenidas de cada animal por puncion de la vena yugular en tres oportunidades, usando tubos heparinizados de extraccion al vacio.

Preparacion de Antigenos

FhESP-M fue obtenido de especimenes maduros de F hepatica, recuperados desde conductos biliares de higados infectados colectados en el camal local; mientras que FhESP-I fue obtenido desde especimenes inmaduros de 28 dias de la infeccion, recuperados del parenquima hepatico de cuyes (Cavia porcellus).

La obtencion de los antigenos requirio del cultivo de los especimenes y posterior centrifugacion del sobrenadante, para lo cual se siguio el protocolo descrito por Ortiz et al. (2000), con ligeras modificaciones (en vez de utilizar un especimen maduro por 3 ml de medio se uso 1 ml y 0.5 ml de medio RPMI 1640 para el estadio maduro e inmaduro, respectivamente; ademas los especimenes solo se incubaron por 12 horas).

La concentracion proteica de los antigenos fue determinada con el kit comercial Quick Start[TM] Bradford Protein Assay (Bio-Rad[R]) por espectrofotometria molecular y vario desde 500 a 1000 [micron]g/mL. El antigeno inespecifico (mitogeno) fue PHA comercial (Sigma Aldrich[R]).

Aislamiento de PBMC

Las PBMC fueron recuperadas desde sangre periferica por centrifugacion de gradiente de densidad en Histopaque 1077 (Sigma Aldrich[R]). La viabilidad celular fue determinada en camara de Neubauer, previa coloracion con azul de tripan 0.4%, y vario entre 97 y 99% (Siga Aldrich[R]).

Ensayo de Linfoproliferacion

La capacidad linfoproliferativa frente a FhESP-M, FhESP-I y PHA fue evaluada con 5 [micron]g/mL, a razon de 2x[10.sup.5] celulas/100 [micron]L/ pocillo. Posterior a la incubacion a 37 [grados]C y 5% de C[O.sub.2] por 72 h, se determino la proliferacion por reaccion colorimetrica usando Thiazolyl Blue Tetrazolium Bromide (MTT) comercial (Sigma Aldrich[R]). La variacion de la proliferacion fue evaluada por el indice de estimulacion.

Expresion de Citoquinas

Las PBMC fueron cultivadas a razon de 4x105 celulas/200 [micron]L/pocillo. Las concentraciones de los antigenos evaluados fueron: PHA 10 [micron]g/mL, FhESP-M y FhES-I 10 [micron]g/mL (para IFN-[gamma]), y 10 y 20 [micron]g/mL (para IL-4). La concentracion de IFN-[gamma] y IL-4 fue determinada en sobrenadantes de cultivo celular por la tecnica de ELISA, para los cuales se utilizaron los kits comerciales Bovine IFN Gamma ELISA Reagent Set (Genway Biotech[R]) y Bovine Interleukin-4 ELISA Kit (Bio-Rad[R]).

Analisis Estadistico

Se realizo el analisis de varianza y comparaciones multiples de Tukey para determinar diferencias entre grupos y antigenos en relacion a la capacidad proliferativa y expresion de citoquinas. Se considero significativo un nivel de p<0.05. En el analisis se utilizaron los paquetes estadisticos SPSS 22.0 e Infostat/E.

RESULTADOS

Las PBMC de terneras y vacas infectadas naturalmente con F hepatica mostraron una disminuida capacidad de respuesta proliferativa inespecifica frente al mitogeno PHA en relacion al control no infectado. De manera similar, los animales infectados mostraron una debil respuesta proliferativa a los antigenos especificos de F hepatica (Fig. 1).

El analisis de varianza indico diferencia estadistica entre los promedios de indices de estimulacion proliferativa en relacion a grupos y antigenos (p<0.001). No obstante la debil respuesta proliferativa de los grupos TI y VI frente al estimulo inespecifico (PHA), las PBMC del grupo de las TI mostraron una respuesta superior en comparacion al de las VI (p<0.05). Por otro lado, no se encontro diferencia estadistica entre los antigenos especificos en la respuesta proliferativa; sin embargo, ambos indujeron una debil respuesta en comparacion al PHA (p<0.05).

La estimulacion con el antigeno inespecifico (PHA) indujo una moderada expresion de IFN-[gamma] en todos los animales, siendo mas potente en los animales del grupo control CNI que en el de los infectados (Fig. 2). De forma similar, la expresion de IL-4, al usarse PHA como estimulo, fue inducida exitosamente en todos los animales, pero en menor proporcion respecto al IFN-[gamma] (Fig. 3). Cuando las celulas fueron estimuladas con antigenos especificos (FhESP), ningun grupo experimental produjo cantidades altas de IFN-[gamma] (Fig. 2). Caso contrario sucedio con la expresion de IL-4, donde los animales infectados respondieron con cantidades altas al ser estimulados (Fig. 3).

No obstante la baja expresion de IFN-[gamma] de los grupos TI y VI frente al estimulo especifico (FhESP), el analisis de varianza mostro diferencia estadistica entre los promedios de IFN-[gamma] e IL-4 en relacion a los grupos y antigenos (p<0.001). Las PBMC del grupo de las TI expresaron una cantidad significativamente mayor de IFN-[gamma] en comparacion a las VI (p<0.05). La expresion de citoquinas fue estadisticamente similar, tanto al usarse los antigenos provenientes de estadios inmaduros y maduros del parasito.

[FIGURA 1 OMITIR]

[FIGURA 2 OMITIR]

[FIGURA 3 OMITIR]

DISCUSION

Los resultados de linfoproliferacion sugieren un efecto inmunosupresor de la infeccion por F hepatica sobre los PBMC de los animales infectados. De hecho, en las TI, debido a la probable infeccion reciente o cambio de la fase aguda a cronica, el grado de inmunosupresion es menor; mientras que las VI, por su mayor edad, mayor tiempo de enfermedad y resistencia del parasito a ser eliminado con tratamiento farmacologico, se encuentran en fase cronica, en la cual la inmunosupresion es mayor. El efecto inmunosupresor de F hepatica se explica por los multiples papeles que juegan los antigenos parasitarios en la evasion e inmunomodulacion ejercida por el parasito (Flynn et al., 2010).

El efecto de F hepatica sobre la respuesta de las PBMC a mitogenos ha sido estudiada en bovinos (Brown et al, 1994; McCole et al., 1999), caprinos (MartinezMoreno et al., 1999) y ratas (Cervi et al., 2001; Tliba et al., 2002a; Gironenes et al., 2007), poniendo de manifiesto diferencias interespecificas, asi como entre infecciones agudas y cronicas. Asi, por ejemplo, en ganado vacuno infectado se produce una elevada respuesta a mitogenos con produccion de IFN-[gamma] en fases agudas, mientras que en fases cronicas cae tanto la respuesta a mitogenos como la produccion de IFN-[gamma] (Clery et al, 1996).

Este efecto inmunosupresor en fases cronicas fue observado previamente en en sayos experimentales en cabras (MartinezMoreno et al, 1997; Gironenes et al, 2007) y ratas (Cervi et al., 1998; Gironenes et al., 2007). No obstante, el presente trabajo es pionero en el estudio de la capacidad proliferativa y la expresion de citoquinas en PBMC de ganado vacuno lechero infectado naturalmente con F hepatica en respuesta al mitogeno PHA y antigenos de secrecionexcrecion del estadio inmaduro y maduro del parasito.

El efecto inmunomodulador no vario respecto al origen de proteinas de secrecion-excrecion (estadio inmaduro o maduro de F hepatica), donde se ha descrito que la composicion molecular y su proporcion varian segun el estadio del parasito (Morphew et al., 2007; Robinson et al., 2009); y que, por lo tanto, las proteinas de secrecion-excrecion de ambos estadios tienen el potencial de ser inmunomoduladores del sistema inmune del hospedero.

En el presente estudio, tal como se esperaba, los animales controles (CNI) no mostraron respuesta proliferativa a los estimulos especificos por carecer de exposicion previa, mientras que los animales infectados (TI y VI) mostraron una respuesta muy baja, siendo las TI las que mostraron una respuesta superior. Estos resultados podrian indicar que las terneras, debido a una infeccion reciente, aun tienen la capacidad de respuesta proliferativa especifica. Sin embargo, el fallo a la respuesta proliferativa en las VI frente a antigenos especificos concuerda con estudios previos en ovinos (Chauvin et al., 1995; Moreau et al., 1998), ratas (Gironenes et al., 2007), bovinos (Bossaert et al., 2000) y caprinos (Martinez-Moreno et al., 1997), lo que confirma el efecto inmunomodulador que ejercen las proteinas de excrecion-secrecion del parasito sobre el sistema inmunologico del hospedero.

En cuanto a la expresion de citoquinas, el perfil observado con baja expresion de IFN-[gamma] y alta de IL-4 demuestra que la respuesta inmune celular en ganado lechero in fectado naturalmente con F hepatica esta polarizada hacia una respuesta tipo Th2. Asimismo, la mayor expresion de IFN-[gamma] en las terneras respecto a las vacas demuestra la inmunomodulacion de la respuesta a medida que avanza la enfermedad. Las terneras ,debido a su infeccion reciente, responden todavia, aunque debilmente, con expresion de IFN-[gamma] antes de polarizarse a una respuesta Th2, donde la IL-4 es la dominante.

Estos resultados concuerdan con otros estudios, donde quedo de manifiesto la produccion de IFN-[gamma] tipica de la respuesta Th1 durante las primeras semanas de infeccion (Clery et al, 1996; Tliba et al, 2002a,b); sin embargo, en etapas cronicas esta produccion decae hasta extinguirse, evidenciandose el cambio a una respuesta Th2 con elevada expresion de IL-4 (Brown et al, 1994; O'Neill et al, 2000; Gironenes et al, 2007). No obstante, en un estudio en ovejas cola delgada de Indonesia (ITT) resistentes a infeccion por F gigantica (Pleasance et al., 2011) y en otro en conejos con alta proteccion conferidos con una vacuna contra F hepatica (Espino y Rivera, 2010), se demuestra que una respuesta temprana tipo Th1 o la dominancia de esta esta asociada a la proteccion y resistencia a la infeccion.

El presente estudio, no obstante, reitera que la respuesta en animales naturalmente infectados esta polarizada hacia una respuesta de tipo Th2, lo que evidencia el efecto inmunosupresor e inmunomodulador que ejerce la infeccion por F. hepatica en el hospedero. Estos resultados concuerdan con un trabajo realizado tambien en ganado lechero infectado natural y cronicamente con F. hepatica en Brasil, donde se demostro que las celulas de tejido hepatico de los animales expresaban altas cantidades de IL-4 e IL-10 en relacion al IFN-[gamma], tipica de una respuesta Th2 (Mendes et al, 2013).

Estos resultados tambien ponen en evidencia que el efecto inmunosupresor e inmunomodulador hacia una respuesta tipo Th2, que induce la infeccion por F. hepatica en ganado naturalmente infectado, podria afectar su capacidad para responder normalmente a otras infecciones, principalmente a aquellas que requieren de una potente respuesta tipo Th1, como las producidas por agentes biologicos intracelulares. Esta consecuencia negativa y agravante de la infeccion por F hepatica ha sido reportada en estudios con animales infectados experimentalmente con F hepatica y otros agentes infecciosos como Mycobacterium tuberculosis (Flynn et al., 2007), Bordetella pertusis (Brady et al., 1999) y Toxoplasma gondii (Miller et al, 2009).

La capacidad inmunomoduladora de los FhESP sobre el hospedero se explica por la amplia variedad y funciones de las proteinas que los componen (O'Neill et al., 2001; Dalton et al, 2003; Morphew et al, 2007; Robinson et al., 2009; Dowling et al., 2010). Entre estas proteinas, la peroxirredoxina (FhPrx) demostro inducir la activacion de los macrofagos por la via alternativa (AAM0) y, esta a su vez, promueve la respuesta Th2 (Donnelly et al., 2005; Robinson et al., 2010). Tambien, la catepsina L1 (FhCL1) ha demostrado que inhibe la activacion de los macrofagos por la via clasica (CAMO) y suprime el desarrollo de una respuesta Th1 (Hamilton et al., 2009). Asimismo, se ha demostrado, ademas, que los FhESP inducen propiedades tolerogenicas en celulas dendriticas mieloides e inhiben la respuesta proliferativa de celulas esplenicas a mitogenos (Cervi y Masih, 1997; Falcon et al, 2010).

Por otro lado, la expresion de citoquinas no se diferencio al usarse los antigenos provenientes de estadios inmaduros y maduros del parasito, en los que se han descrito diferencias de proporcion y composicion molecular (Morphew et al., 2007; Robinson et al., 2009). Esto sugiere que tanto el estadio inmaduro que migra a traves del parenquima hepatico, como el maduro que ocupa los conductos biliares, tienen la capacidad para inmunomodular la respuesta inmune del hospedero a traves de la accion de sus proteinas de secrecion-excrecion.

Los resultados sugieren que la respuesta inmune tipo Th2 en ganado naturalmente infectado con F hepatica, observada previamente en infeccion experimental, puede tambien ser responsable del establecimiento de la fase cronica, reinfeccion y el mantenimiento de la infeccion natural en ganado que se encuentran en continuo contacto con el parasito.

CONCLUSIONES

* Vacas y terneras naturalmente infectadas con F. hepatica mostraron una disminuida capacidad linfoproliferativa frente a estimulos inespecificos (PHA) y especificos (FhESP), poniendo de manifiesto el efecto inmunosupresor de la infeccion.

* Las vacas infectadas responden con una respuesta inmune polarizada Th2, con niveles bajos de IFN-[gamma] y altos de IL- 4.

* Las terneras infectadas expresaron niveles mas altos de IFN-[gamma] en comparacion a las vacas, pero similares de IL-4, lo que demuestra la inmunomodulacion de la respuesta a medida que avanza la enfermedad.

* Los antigenos especificos del estadio inmaduro y maduro del parasito no mostraron inducir una respuesta inmune diferente.

Agradecimiento

Los autores agradecen al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnologia (CONCYTEC) del Peru por el financiamiento del presente trabajo

http://dx.doi.org/10.15381/rivep.v26i4.11210

LITERATURA CITADA

1. Bossaert K, Jacquinet E, Saunders J, Farnir F, Losson B. 2000. Cellmediated immune response in calves to single-dose, trickle, and challenge infections with Fasciola hepatica. Vet Parasitol 88: 17-34. doi: 10.1016/S0304-4017(99)00200-9

2. Brady MT, O'Neill SM, Dalton JP, Mills KHG 1999. Fasciola hepatica suppresses a protective Th1 response against Bordetella pertussis. Infect Immun 67: 5372-5378.

3. Brown WC, Davis WC, Dobbelaere DA, Rice-Ficht AC. 1994. CD4+ T-cell clones obtained from cattle chronically infected with Fasciola hepatica and specific for adult worm antigen express both unrestricted and Th2 cytokine profiles. Infect Immun 62: 818-827.

4. Cervi L, Cejas H, Masih DT. 2001. Cytokines involved in the immunosuppressor period in experimental fasciolosis in rats. Int J Parasitol 31: 1467-1473.

5. Cervi L, Masih DT. 1997. Inhibition of spleen cell proliferative response to mitogens by excretory-secretory antigens of Fasciola hepatica. Int J Parasitol 27: 573-579. doi: 10.1016/S0020-7519(96)-00188-9

6. Cervi L, Rossi G, Cejas H, Masih DT. 1998. Fasciola hepatica-induced immune suppression of spleen mononuclear cell proliferation: role of nitric oxide. Clin Immunol Immunopathol 87: 145-154. doi:10.1006/clin.1997.4499

7. Chauvin A, Bouvet G, Boulard C. 1995. Humoral and cellular immune responses to Fasciola hepatica experimental primary and secondary infection in sheep. Int J Parasitol 25: 1227-1241. doi: 10.1016/0020-7519(95)00039-5

8. Claxton JR, Zambrano H, Ortiz P, Amoros C, Delgado E, Escurra E, Clarkson MJ. 1997. The epidemiology of fasciolosis in the inter-Andean valley of Cajamarca, Peru. Parasitol Int 46: 281-288. doi:10.1016/S1383-5769(97) 00039-1

9. Clery D, Torgerson P, Mulcahy G. 1996. Immune responses of chronically infected adult cattle to Fasciola hepatica. Vet Parasitol 62: 71-82. doi: 10.1016/0304-4017(95)00858-6

10. Dalton JP, Neill SO, Stack C, Collins P, Walshe A, Sekiya M, et al. 2003. Fasciola hepatica cathepsin L-like proteases: Biology, function, and potential in the development of first generation liver fluke vaccines. Int J Parasitol 33: 1173-1181. doi: 10.1016/S0020-7519(03) 00171-1

11. Donnelly S, O'Neill SM, Sekiya M, Mulcahy G, Dalton JP. 2005. Thioredoxin peroxidase secreted by Fasciola hepatica induces the alternative activation of macrophages. Infect Immun 73: 166-173. doi: 10.1128/ IAI.73.1.166-173.2005

12. Dowling DJ, Hamilton CM, Donnelly S, La Course J, Brophy PM, Dalton J, O'Neill SM. 2010. Major secretory antigens of the helminth Fasciola hepatica activate a suppressive dendritic cell phenotype that attenuates Th17 cells but fails to activate Th2 immune responses. Infect Immun 78: 793-801. doi: 10.1128/IAI.00573-09

13. Espino AM, Rivera F. 2010. Quantitation of cytokine mRNA by realtime RT-PCR during a vaccination trial in a rabbit model of fascioliasis. Vet Parasitol 169: 82-92. doi: 10.1016/ j.vetpar.2009.12.018

14. Espinoza JR, Terashima A, Herrera-Velit P, Marcos LA. 2010. Fasciolosis humana y animal en el Peru: impacto en la economia de las zonas endemicas. Rev Peru Med Salud Publica 27: 604-612.

15. Falcon C, Carranza F, Martinez FF, Knubel CP, Masih DT, Motran CC, Cervi L. 2010. Excretory-secretory products (ESP) from Fasciola hepatica induce tolerogenic properties in myeloid dendritic cells. Vet Immunol Immunopathol 137: 36-46. doi: 10.1016/ j.vetimm.2010.04.007

16. Flynn RJ, Mannion C, Golden O, Hacariz O, Mulcahy G 2007. Experimental Fasciola hepatica infection alters responses to tests used for diagnosis of bovine tuberculosis. Infect Immun 75: 1373-1381. doi: 10.1128/ IAI.01445-06

17. Flynn RJ, Mulcahy G, Elsheikha HM. 2010. Coordinating innate and adaptive immunity in Fasciola hepatica infection: implications for control. Vet Parasitol 169: 235-240. doi: 10.1016/j.vetpar. 2010.02.015

18. Gironenes N, Valero MA, Garcia-Bodelon MA, Chico-Calero I, Punzon C, Presno M, Mas-Comma S. 2007. Immune suppression in advanced chronic fascioliasis: an experimental study in a rat model. J Infect Dis 195: 1504-1512. doi: 10.1086/514822

19. Hamilton CM, Dowling DJ, Loscher CE, Morph ew RM, Brophy PM, O'Neill SM. 2009. The Fasciola hepatica tegumental antigen suppresses dendritic cell maturation and function. Infect Immun 77(6): 2488-98. doi: 10.1128/IAI.00919-08

20. Lopez M, White AC Jr, Cabada MM. 2012. Burden of Fasciola hepatica infection among children from Paucartambo in Cusco, Peru. Am J Trop Med Hyg 86: 481-485. doi: 10.4269/ ajtmh.2012.11-0448

21. Marcos LA, Maco V, Terashima A, Samalvides F, Miranda E, Tantalean M, et al. 2004. Hiperendemicidad de fasciolosis humana en el Valle del Mantaro, Peru: factores de riesgo de la infeccion por Fasciola hepatica. Rev Gastroenterol Peru 24: 158-164.

22. Marcos LA, Terashima A, Leguia, G, Canales M, Espinoza JR, Gotuzzo E. 2007. La infeccion por Fasciola hepatica en el Peru: una enfermedad emergente. Rev Gastroenterol Peru 27: 389-396.

23. Martinez-Moreno A, Jimenez-Luque V, Moreno T, Redondo ESH, De Las Mulas JM, Perez J. 1999. Liver pathology and immune response in experimental Fasciola hepatica infections of goats. Vet Parasitol 82: 19-33. doi: 10.1016/S0304-4017(98)00262-3

24. Martinez-Moreno A, Martinez-Moreno FJ, Acosta I, Gutierrez PN, Becerra C, Hernandez S. 1997. Humoral and cellular immune responses to experimental Fasciola hepatica infections in goats. Parasitol Res 83: 680-686.

25. McCole DF, Doherty ML, Baird AW, Davies WC, McGill K, Torgerson PR. 1999. T cell subset involvement in immune responses to Fasciola hepatica infection in cattle. Parasite Immunol 21: 1-8. doi: 10.1046/j. 1365-3024.1999. 00188.x

26. Mendes E, De Olivera T, Lopes S, Menezes-Sousa D, Bartholomeu D, Martins I, et al. 2013. Expression of IL-4, IL-10 and IFN-[gamma] in the liver tissue of cattle that are naturally infected with Fasciola hepatica. Vet Parasitol 195: 177-182. doi: 10.1016/j.vetpar.2013. 03.035

27. Miller CMD, Smith NC, Ikin RJ, Boulter NR, Dalton JP, Donnelly S. 2009. Immunological interactions between 2 common pathogens, Th1inducing protozoan Toxoplasma gondii and the Th2-inducing helminth Fasciola hepatica. PLoS ONE 4(5). doi: 10.1371/ journal.pone.0005692

28. Moreau E, Chauvin A, Boulard C. 1998. Lack of humoral and cellular responses against glutathione Stransferases in Fasciola hepatica experimentally infected sheep. Vet Res 29: 585-591.

29. Morphew RM, Wright HA, LaCourse EJ, Woods DJ, Brophy PM. 2007. Comparative proteomics of excretorysecretory proteins released by the liver fluke Fasciola hepatica in sheep host bile and during in vitro culture ex host. Mol Cell Proteomics 6: 963-972.

30. O'Neill SM, Brady MT, Callanan JJ, Mulcahy G, Joyce P, Mills KHG, et al. 2000. Fasciola hepatica infection downregulates Th1 responses in mice. Parasite Immunol 22: 147-155.

31. O'Neill SM, Mills KHG, Dalton JP 2001. Fasciola hepatica cathepsin L cysteine proteinase suppresses Bordetella pertussis-specific interferon gamma production in vivo. Parasite Immunol 23: 541-547.

32. Ortiz P, Scarcella S, Cerna C, Rosales C, Cabrera M, Guzman M, et al. 2013. Resistance of Fasciola hepatica against triclabendazole in cattle in Cajamarca (Peru): a clinical trial and an in vivo efficacy test in sheep. Vet Parasitol 195: 118-121. doi: 10.1016/ j .vetpar.2013.01.001

33. Ortiz PL, Claxton JR, Clarkson MJ, McGarry J, Williams DJL. 2000. The specificity of antibody responses in cattle naturally exposed to Fasciola hepatica. Vet Parasitol 9: 121-134. doi: 10.1016/ S0304-4017(00)00360-5

34. Pleasance J, Wiedosari E, Raadsma HW, Meeusen E, Piedrafita D. 2011. Resistance to liver fluke infection in the natural sheep host is correlated with a type-1 cytokine response. Parasite Immunol 33: 495-505. doi: 10.1111/ j.1365-3024.2011.01305.x

35. Robinson MW, Dalton JP. 2009. Zoonotic helminth infections with particular emphasis on fasciolosis and other trematodiases. Philos T Roy Soc B 364: 2763-2776. doi: 10.1098/rstb.2009.0089

36. Robinson MW, Hutchinson AT, Dalton JP, Donnelly S. 2010. Peroxiredoxin: a central player in immune modulation. Parasite Immunol 32: 305-313. doi: 10.1111/j.1365-3024.2010.01201.x

37. Robinson MW, Menon R, Donnelly SM, Dalton JP, Ranganathan S. 2009. An integrated transcriptomics and proteomics analysis of the secretome of the helminth pathogen Fasciola hepatica: proteins associated with invasion and infection of the mammalian host. Mol Cell Proteomics 8: 1891-1907. doi: 10.1074/mcp.M900045-MCP200

38. [SENASA] Servicio Nacional de Sanidad Agraria. 2007. Informe Anual. Servicio Nacional de Sanidad Agraria, Cajamarca, Peru. 7 p.

39. Tliba O, Moire N, Vern YLE, Boulard C, Chauvin A, Sibille P 2002a. Early hepatic immune response in rats infected with Fasciola hepatica. Vet Res 33: 261-270.

40. Tliba O, Sibille P, Boulard C, Chauvin A. 2002b. Early hepatic cytokine mRNA expression in experimental rat fasciolosis. Vet Parasitol 103: 237-249. doi: 10.1016/ S0304-4017(01)00584-2

41. Valencia N, Pariona A, Huaman M, Miranda F, Quintanilla S, Gonzales A. 2005. Seroprevalencia de fasciolosis en escolares y ganado vacuno en la provincia de Huancavelica, Peru. Rev Peru Med Salud Publica 22: 96-102.

Heber Silva-Diaz (1,3), Cristian Hoban-Vergara (1), Rosmery Cruz-Cerna (1), Hugo Solana (2), Pedro Ortiz-Oblitas (1)

(1) Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad Nacional de Cajamarca, Cajamarca, Peru

(2) Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad Nacional del Centro de la Provincia de Buenos Aires, Argentina

(3) E-mail: h.silvadiaz@hotmail.com

Recibido: 23 de febrero de 2015

Aceptado para publicacion: 25 de mayo de 2015
Se aplico el siguiente diseno experimental con
seis animales por grupo:

Grupos              Antigenos              Evaluaciones

Terneras            Cultivo celular de     * Capacidad
infectadas (TI)     PBMC estimuladas con   linfoproliferativa
                    FhESP-M, FhESP-I
Vacas infectadas    y PHA                  * Expresion de citoquinas
(VI)                                       (IFN-[gamma] e IL-4)

Control no
infectado
(CNI) (1)

PBMC: celulas mononucleares de sangre periferica

FhESP-M: antigeno especifico de excrecion-secrecion
del estadio maduro de F. hepatica

FhESP-I: antigeno especifico de excrecion-secrecion
del estadio inmaduro de F. hepatica

PHA: antigeno inespecifico fitohemaglutinina (mitogeno)

(1) Compuesto por terneras y vacas
COPYRIGHT 2015 Universidad Nacional Mayor de San Marcos
No portion of this article can be reproduced without the express written permission from the copyright holder.
Copyright 2015 Gale, Cengage Learning. All rights reserved.

Article Details
Printer friendly Cite/link Email Feedback
Author:Silva-Diaz, Heber; Hoban-Vergara, Cristian; Cruz-Cerna, Rosmery; Solana, Hugo; Ortiz-Oblitas, Pedro
Publication:Revista de Investigaciones Veterinarias del Peru (RIVEP)
Date:Oct 1, 2015
Words:4497
Previous Article:Impacto economico de laringotraquitis infecciosa aviar en una granja de pollos de carne en Lima, Peru.
Next Article:Estudio serologico y molecular de Ehrlichia canis en perros de una comunidad del estado Aragua, Venezuela.
Topics:

Terms of use | Privacy policy | Copyright © 2019 Farlex, Inc. | Feedback | For webmasters