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Formulacion de un medio de cultivo anaerobio para protozoarios ruminales y evaluacion in vitro en la capacidad desfaunante del extracto de plantas.

Formulation of an Anaerobic Culture Medium of Rumen Ciliate Protozoa and in vitro Evaluation in the Defaunant Capacity of the Extract of Plants

INTRODUCCION

A los protozoarios ciliados del rumen se les atribuyen diversas funciones, pero tambien se les ha tratado de eliminar del rumen para aclarar el debate que existe respecto a su funcion sobre la concentracion y la actividad de las bacterias ruminales, asi como en la productividad del animal [13, 23]. La falta de informacion respecto a la funcion de los protozoarios ciliados del rumen puede deberse a la falta de tecnicas eficaces para eliminarlos, tanto en ambientes in vitro como in vivo. Las lineas de investigacion que buscan esclarecer la funcion de los protozoarios han trabajado para cultivarlos y mantenerlos vivos fuera del ambiente ruminal, lo que ha permitido establecer tiempos de generacion [10], requerimientos de nutrientes e identificar los factores de crecimiento esenciales para su cultivo in vitro [11, 23]. Diversas fuentes de alimentos, como las harinas de Manihot esculenta, Musa spp., Oryza sativa [7], la paja de Avena sativa [3], la paja y el gluten de Triticum aestivum (especifico para Epidinium ecaudatum) [27] y el heno de Dactylis glomerata (Orchard) [22] han sido utilizadas como fuente de energia en el crecimiento protozoarios aislados del ambiente ruminal. Por otra parte, en la busqueda de tecnicas para desfaunar rumiantes se han evaluado metodos fisicos como el retiro del contenido ruminal y posterior lavado con acido acetico o lactico [21], metodos quimicos como la adicion de diocil sulfato de sodio (DSS) [1-3]; que en la mayoria de los casos han ocasionado problemas a la salud de los animales, incluso la muerte [24], sin que se logre reducir significativamente la concentracion de protozoarios [35]. Otro agente quimico que mostro actividad desfaunante fue el Secnidazol[R] con una efectividad del 100% a las 24 h de incubacion [23].

En estudios in vitro se ha demostrado que, compuestos quimicos presentes en leguminosas y plantas arbustivas multiproposito, que son consumidas por rumiantes, pueden llegar a reducir la concentracion de protozoarios del rumen, pero en la mayoria de los casos, con poca eficacia [32]. Se ha reportado la presencia de compuestos naturales en plantas con efecto toxico hacia los protozoarios, como alcaloides, terpenoides, inhibidores de proteasas y fenoles [12, 33]. A traves de la desfaunacion se espera mejoras en las variables productivas del animal, estos han logrado el aumento en la concentracion de bacterias totales cuando fueron desfaunados [18, 20], lo anterior esta relacionado con cambios, posiblemente positivos, en la degradacion y fermentacion de los carbohidratos de la dieta y en la cantidad de acidos grasos volatiles (AGV) [8], en la concentracion de bacterias amiloliticas [19] y celuloliticas [29, 31] y mayor degradacion de la fibra [4], mientras que cambios, reduccion en el pH ruminal se ha reportado en animales desfaunados [33], aunque sin diferencia significativa con el pH ruminal de los animales faunados [30, 36]. Con base a lo anterior, el objetivo del presente estudio fue formular un medio de cultivo anaerobio enriquecido con el extracto soluble de A. sativa que permita obtener y mantener concentraciones de [10.sup.3] a [10.sup.4] protozoarios/mL de medio, y evaluar in vitro la capacidad desfaunante de plantas utilizadas en la alimentacion del ganado.

MATERIALES Y METODOS

Area de estudio

El trabajo de investigacion se desarrollo en las instalaciones de la granja experimental y laboratorio de Microbiologia Ruminal y Genetica Microbiana del Instituto de Recursos Geneticos y Productividad-Ganaderia del Colegio de Postgraduados, Campus Montecillos, Texcoco, Mexico.

Medio de cultivo y tratamientos

El medio de cultivo consistio en la adicion a un medio anaerobio (TABLA I) recomendado por Cobos y Yokoyama [6], 150 [micron]L de extracto de A. sativa, 5 mL al 8% de acetato de sodio sugerido por Dehority [10], ademas 20000 UI de penicilina y 25 mg de estreptomicina para mantener una poblacion de [10.sup.8] bacterias [mL.sup.-1] de medio [14], esto ultimo evito la caida del pH y un posible efecto negativo de este sobre el crecimiento de los protozoarios [10]. Este medio fue inoculado con 0,5 mL del concentrado de protozoarios, y sometido a un flujo de C[O.sup.2] en condiciones de asepsia [6]. Lo anterior representa el tratamiento 1 (medio de cultivo testigo, MCT). Los tratamientos 2; 3; 4; 5 y 6 fueron el MCT mas 150 [micron]L de extracto soluble de las plantas A. mexicana, B. vaccinioides, H. rosa-sinesis, M. leucanta, M. alba y Y. schidigera, respectivamente.

Obtencion del extracto soluble de plantas

Mediante esta prueba se pretendio demostrar la capacidad desfaunante del extracto soluble de las plantas, las cuales fueron deshidratadas al aire libre, despues fueron secadas por un periodo 72 horas en una estufa de secado (VWR International 1390FM, Sheldon Manufacturing, Inc. EUA) a 40[grados]C hasta obtener una humedad constante de 10 a 20%, posteriormente se molieron en un molino Willey (Molino electrico ED-5, Tomas-Willey Mill, EUA) criba de 1 mm y se almacenaron en recipientes de vidrio color ambar hasta su posterior uso. Para la obtencion del extracto soluble de las plantas evaluadas se depositaron 2 g en base seca de cada planta en tubos de ensayo de 18 x 150 mm y se agregaron 20 mL de agua destilada, despues se agitaron en un vortex (Genie 2 G-560, Scientific Industries, EUA.) durante 3 min y se dejaron reposar por 30 min, el sobrenadante represento el extracto soluble.

Obtencion del concentrado de protozoarios

Se obtuvo, mediante una sonda esofagica, 250 mL de fluido ruminal de Ovis aries (borrego criollo) alimentados con una dieta a base de 20% de carbohidratos solubles de facil fermentacion y 80% de paja de A. sativa. Posteriormente se depositaron 10 mL de fluido ruminal en un tubo de cultivo de 18x150 mm que contenia 9,0 mL de medio anaerobio (TABLA I), se dejo sedimentar la muestra durante 15 a 20 min en bano maria (Felisa FE-373, Fabricantes Feligneo, Mexico) a 39[grados]C, lo anterior reduce la muerte de protozoarios por enfriamiento. Se obtuvo un material precipitado (masa blanquecina) al retirar el sobrenadante, que represento el inoculo de protozoarios viables.

Inoculacion y conteo de protozoarios

Tubos con 9,5 mL medio de cultivo testigo (por triplicado), se mantuvieron en bano maria a una temperatura de 39[grados]C y se inocularon con 0,5 mL del inoculo de protozoarios viables, ademas de 150 [micron]L de extracto soluble de cada planta evaluada, la inoculacion se realizo bajo flujo de C[O.sub.2]. Al concluir el tiempo de incubacion (0; 24; 48 y 72 h) se homogenizaron los tubos de cultivos inoculados y con una pipeta Pasteur se retiro bajo flujo de C[O.sub.2], aproximadamente un mililitro de medio. Para determinar, in vivo, la cantidad de protozoarios, este se realizo con un microscopio (Biologico Serie BX51, Olympus, EUA.) a una magnificacion de 40X, determinando el numero protozoarios en 5 cuadriculas de 1 [mm.sup.2] de ambos cuadros de la camara Neubauer (Hausser Scientific, Levy Hemacytomete, EUA). El cuadro de conteo de la camara mide 1 x 1 mm y una profundidad de 0,1 mm, lo que hace un volumen de 0,1 [mm.sup.3], esdecir 0,1 [micron]L, por tanto el numero de protozoarios por mililitro de medio de cultivo se estimo de acuerdo con la siguiente formula: Protozoarios [mL.sup.-1] = Promedio de la cuadricula x [10.sup.4] [9, 10, 23]. Al momento de realizar el conteo, se diferenciaron entre protozoarios vivos y muertos, por lo que las muestras retiradas para realizar el conteo no fueron preservados en solucion (50:50) de formaldehido al 18,5% [9] con la finalidad de determinar el porcentaje de viabilidad en los medios de cultivo evaluados. Los conteos se realizaron, por triplicado, a cada repeticion de los tratamientos y los resultados, previos al analisis estadistico fueron analizados en una hoja de calculo para obtener la media de cada repeticion. Un cuarto tubo con 19,5 mL de MCT mas 450 [micron]L de extracto de cada planta y 1,5 mL del inoculo de protozoarios, se retiraba bajo flujo de C[O.sup.2] una muestra de 2 mL del medio para determinar el pH con un potenciometro (Orion A250, Orion Research, Inc. EUA) [6, 23].

Condiciones de cultivo

Los medios inoculados se incubaron (Felisa FE-133A, Fabricantes Feligneo, Mexico) a una temperatura de 39[grados]C y siempre al ser manipulados fue bajo flujo de C[O.sub.2]. Los diferentes muestreos se realizaron de manera rapida y principalmente conservando temperatura y condiciones de anaerobiosis con la finalidad de reducir muerte de protozoarios. Cada 24 horas, a partir de la hora inicial se efectuo el conteo de protozoarios y mediciones de pH. Los tratamientos desfaunantes tuvieron un manejo similar al tratamiento testigo, pero en lugar de adicionar A. sativa, se adiciono 150 [micron]L del extracto soluble de cada planta, adicionados unicamente a la hora inicial (0 h).

Efecto de la desfaunacion sobre las bacterias totales y celuloliticas

Para estimar el efecto de las plantas con capacidad desfaunante alta sobre la poblacion de bacterias totales y celuloliticas del rumen se prepararon medios de cultivo anaerobios para bacterias totales a base de Glucosa-Celobiosa-Almidon mas fluido ruminal (GCA-FR, TABLA I) y para bacterias celuloliticas, el mismo medio, pero se sustituyo el contenido de GCA por una tira de papel Whatman (celulosa) como fuente unica de carbohidratos [6]. Los medios se inocularon con 0,5 mL de fluido extraido del tratamiento testigo (MCT) y los tratamientos, con el extracto de planta, donde hubo CDA a las 0; 24 y 48 h. Se realizo diluciones decimales hasta [10.sup.12] para bacterias totales y hasta [10.sup.10] para bacterias celuloliticas, y se incubaron a 39[grados]C. La lectura de crecimiento bacteriano se hizo a las 48 h para bacterias totales y a los 10 dias para bacterias celuloliticas. Para estimar la cantidad de bacterias por mililitro de medio se utilizo la tecnica del numero mas probable (NMP) [16].

Diseno y analisis estadistico

Para este trabajo de investigacion se aplico un diseno completamente al azar. La evaluacion del medio de cultivo anaerobio, asi como la capacidad desfaunante in vitro de las plantas se analizaron mediante la prueba de Kruskal-Wallis, usando el analisis de varianza (procedimiento GLM) con datos de rangos independientes (Wilcoxon) del procedimiento SAS [38]. Todas las medias fueron comparadas por medio de la prueba de Tukey [17, 39].

RESULTADOS Y DISCUSION

Cultivo de protozoarios

El MCT mantuvo 7,5x[10.sup.3] protozoarios [mL.sup.-1] con 90% de viabilidad hasta las 72 h de incubacion, este medio no es especifico, ya que se identificaron protozoarios de las ordenes Entodiniomorfida (Entodinium) y Tricostomatida (Holotricos) que contrasta con los reportes de Fondevila y Dehority [14] y de Martin y col. [25], quienes reportaron una mayor presencia en los medios de cultivo de ciliados del genero Entodinium. El analisis estadistico permitio identificar diferencias significativas (P<0,05) en las cantidades de protozoarios, entre las plantas evaluadas y el tiempo de incubacion (TABLAS II y III). La poblacion de protozoarios observada durante los distintos periodos de incubacion en el MCT, indica que este mantuvo a los protozoarios viables hasta las 72 h de incubacion. De las plantas evaluadas, tres presentaron una reduccion significativa (P<0,05) de protozoarios (A. mexicana, B. vaccinioides y Y. schidigera), mientras que dos especies (H. rosa-sinesis y M. alba) mantuvieron (P>0,05) una cantidad similar a la observada en el MCT, se ha reportado que extractos de B. vaccinioides y M. leucanta tiene capacidad desfaunante desde las 24 h de incubacion en medios de cultivo in vitro [8]. Aunque se podria indicar que la reduccion de los protozoarios en dichas plantas se deba a la presencia de taninos y compuestos secundarios presentes en las plantas se ha reportado que la presencia de estos compuestos en Gliricidia sepium, H. rosa-sinesis y M. alba disminuyeron la poblacion de protozoarios en rumiantes menores, sin que esto signifique un efecto desfaunante, ya que solo se redujo la poblacion en un 20% [26], por otro lado, se reporto que taninos presentes en G. sepium disminuyo la cantidad de protozoarios a menos del 5% [15]. Por lo anterior, mas que la presencia de taninos y compuestos secundarios, se podria sugerir que es la concentracion de estas sustancias lo que afecta el crecimiento de los protozoarios, aunque se ha reportado que las poblaciones del rumen se adaptan y metabolizan compuestos secundarios (taninos, saponinas, alcaloides, entre otros) presentes en las plantas forrajeras [28, 41].

Con la finalidad de no confundir un efecto desfaunante con la muerte de protozoarios por la falta de nutrientes, se clasificaron a las plantas evaluadas en las categorias de capacidad desfaunante nula (CDN), media (CDM) y alta (CDA), aquellas que mantuvieron una concentracion mayor a [10.sup.4,] menor a [10.sup.3,] y menor a [10.sup.2] protozoarios [mL.sup.-1,] respectivamente. De esta manera, los datos obtenidos permitieron revelar que a las 24 h, ninguna de las especies evaluadas mostro CDM, ver TABLA II para ciliados totales y TABLA III para ciliados vivos. A las 48 h, Y. schidigera tuvo (P<0,05) CDM y A. mexicana presento CDA (P<0,05). En los registros obtenidos a las 72 h de incubacion, las dos especies mencionadas anteriormente y B. vaccinioides presentaron CDA (P<0,05), mientras que M. leucanta y M. alba mantuvieron CDM.

Efecto en la viabilidad de los protozoarios

En la mayoria de los estudios de desfaunacion, la metodologia para fijar y hacer el conteo de protozoarios, incluye el tratamiento de la muestra con una solucion, al 18,5% de formaldehido [9, 14], esto permite mantener la integridad de la celula por 30 dias en refrigeracion (Turbo Cooling System TBX88ZB01, General Electric, Mexico) a temperatura ambiente, para su posterior lectura. Desafortunadamente, el formaldehido mata al instante a los protozoarios ciliados, de manera que no es posible distinguir que porcentaje del total de estos proliferan en la muestra analizada y cuales ya estaban muertos [23]. Es importante remarcar que, para identificar la capacidad desfaunante in vitro de plantas es mas recomendable hacer los conteos sobre protozoarios viables y no sobre protozoarios totales. Esta tecnica ya ha sido utilizada en trabajos de investigacion donde han mantenido viabilidades por mas de 30 dias [10, 14]. Con base a lo anterior, en el presente estudio no se fijaron las muestras con esta solucion para preservar y cuantificar con mayor exactitud a los protozoarios viables. Los resultados se presentan en la TABLA III. A las 24 h, A. mexicana, B. vaccinioides y Y. schidigera presentaron CDM, para las 48 h M. leucanta y M. alba presentaron CDM; sin embargo, fueron las primeras tres plantas que tuvieron CDA a las 48 h de incubacion, para finalmente, a las 72 h de incubacion se establecio CDA en la fraccion soluble de A. mexicana, B. vaccinioides y Y. schidigera. De acuerdo a estos resultados se puede ver con mas claridad el efecto desfaunante de algunas de las plantas evaluadas, ya que para Y. schidigera la viabilidad de los protozoarios fue, porcentualmente, de 60; 10; 5 y 0% a las 0; 24; 48 y 72 h, respectivamente, en comparacion con el testigo, donde no hubo efecto desfaunante.

Incluir penicilina y estreptomicina en los medios de cultivo [14] evito el aumento de la poblacion bacteriana a no mas de [10.sup.8] celulas por mililitro, lo que permitio mantener un pH estable de 6,8 [+ o -] 0,2 y la sobrevivencia de protozoarios ciliados [25]. De acuerdo a los valores de pH estimados en los diferentes tiempos de incubacion (0; 14; 48 y 72 h) se estima que este (TABLA III) se mantuvo en rangos optimos para la fauna del rumen [5], por lo que la disminucion en el porcentaje de viabilidad en los diferentes tratamientos no se asocio a una bajada del pH, el cual se ha reportado tiene efectos negativos sobre los protozoarios [25].

La capacidad desfaunante de las plantas evaluadas se asocia a que estas contienen compuestos quimicos toxicos presentes de forma natural, por ejemplo en la A. mexicana, una planta toxica para el ganado contiene alcaloides que atacan el sistema nervioso central, tales como berbecina, protopina, protopinahidroclorina, sanguinarina y dihydro-sanguinarina [37]. Por otro lado, en B. vaccinioides se ha reportado la presencia de taninos, saponinas, entre otros [12]. Tambien se ha observado que, la fraccion soluble en agua de Y. schidigera contiene una alto contenido de saponinas, resveratrol (3,4,5 trihidroxistilbeno), fenoles, 3,3,5,5, tetrahidroxi-4-metoxitilbeno y yucaols A y C [40], en un estudio in vitro, el extracto de saponina proveniente de esta planta (dosis de 0,5 mg [mL.sup.-1]) la cantidad de protozoarios fue reducida drasticamente, aunque no se logro una eliminacion total de la fauna del rumen [42]. En un trabajo similar se evaluo un extracto de saponina de Medicago sativa y reportaron que hubo una reduccion lineal en la concentracion de ciliados de rumen 16,5 a 1,9x[10.sup.4] protozoarios [mL.sup.-1] de fluido ruminal a medida que se aumento la proporcion del extracto en la dieta (0 a 4%) [21]. En este estudio se estimo que, no todas las plantas tienen propiedades desfaunantes y que la disminucion en la concentracion de protozoarios, principalmente holotricos, puede estar mas relacionada con la poca disponibilidad de nutrientes de las plantas, se ha reportado baja cantidad de protozoarios, principalmente de la orden Trichostomatida (holotricos) por la falta de azucares simples en la dieta; sin embargo, se ha indicado mayor presencia de Entodiniomorfos [25], aunque esta mayor cantidad podria estar relacionada con la capacidad de este ultimo grupo de tener y utilizar los carbohidratos de reserva (placas esqueleticas) que se encuentran dentro de su endoplasma [34].

La concentracion de bacterias totales y celuloliticas no fueron afectadas (P > 0,05) por los tratamientos evaluados (TABLA IV). No existe informacion que indique el efecto sobre la flora ruminal de los extractos solubles de la plantas evaluadas. Eugene y col. [13] indicaron que, diferentes tratamientos para desfaunar, no cambian la concentracion de bacterias celuloliticas; esta linea de investigacion aun se encuentra en controversia para determinar el efecto de la desfaunacion sobre variables microbiologicas y parametros de produccion del animal.

CONCLUSIONES

Es posible mantener una poblacion de protozoarios viables superior a 103 durante 72 h en un medio de cultivo anaerobio. Las plantas A. mexicana, B. vaccinioides y Y. schidigera tuvieron, desde las 48 o 72 h de incubacion, una CDA; mientras que las plantas M. leucanta y M. alba tuvieron CDM a las 48 y 72 h de incubacion, sin llegar a una CDA. La CD de las plantas no estuvo relacionada con los cambios de pH en los medios de cultivo. Los tratamientos evaluados no afectaron las poblaciones de bacterias totales y celuloliticas del rumen. Se recomienda continuar estudiando el efecto sobre las poblaciones microbianas (protozoarios, hongos y bacterias) del rumen de los compuestos secundarios presentes en las fracciones soluble e insoluble de las plantas con potencial uso forrajero.

Recibido: 25/11/2009. Aceptado: 14/07/2010.

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[40] SEN, S.; MAKKAR, H. P.; MUETZEL, S.; BECKER, K. Effect of Quillaja saponaria saponins and Yucca schidigera plant extract on growth of Escherichia coli. Lett Appl Microbiol. 27:35-38. 1998.

[41] THI, H. N. N. Effect of Sesbania grandiflora, Leucaena leucocephala, Hibiscus rosa-sinensis and Ceiba pentadra on intake, digestion and rumen environment of growing goats. 1998. Livestock Research for Rural Development. 10 (3):12-24. Centro para la investigacion en Sistemas Sostenibles de Produccion Agropecuaria (CIPAV). Cali, Colombia. On Line: http:www.cipav.org.co/lrrd. Septiembre 10, 2006.

[42] WANG, Y.; MC ALLISTER, T. A.; NEWBOLD, C. J.; RODE, L. M.; CHEEKE, R. P.; CHENG, K. J.. Effects of Yucca schidigera extract on fermentation and degradation of steroidal saponins in the rumen simulation technique (Rusitec). Anim. Feed Sci. Technol. 74:143-153.1988.

Alejandro Ley De Coss (1) *, Mario Antonio Cobos Peralta (2), David Hernandez Sanchez (2) y Enrique Guerra Medina (3)

(1) Facultad de Ciencias Agricolas, Universidad Autonoma de Chiapas. Cuerpo Academico de Ecosistemas y Sustentabilidad, Entronque Carretera Costera s/n, Huehuetan, Chiapas, Mexico. CP. 36670. Fax: 01 (964) 62 70439. E-mail: aleycoss@gmail.com (2) Especialidad de Ganaderia, Colegio de Postgraduados, Texcoco, Mexico, Mexico. 3 Departamento de Produccion Agricola, Universidad de Guadalajara, Autlan, Jalisco, Mexico.
TABLA I
COMPOSICION DEL MEDIO CULTIVO ANAEROBIO
(GCA-FR) PARA MANTENIMIENTO DE PROTOZOARIOS
CILIADOS DEL RUMEN

                               Cantidad
Compuesto                      para 100
                              mL de medio
                              de cultivo

Agua destilada, mL               47,42
Liquido ruminal
  clarificado (1), mL            30,00
Solucion mineral I (2), mL       5,00
Solucion mineral II (3), mL      5,00
Carbonato de sodio,
  solucion 8% (4), mL            5,00
Solucion sulfido-
  cisteina (5), mL               2,00
Solucion rezarsurina
  al 0.1% (6), mL                 0,1
Tripticasa-peptona, g            0,20
Extracto de levadura, g          0,10
Glucosa, g                       0,06
Celobiosa, g                     0,06
Almidon, g                       0,06

(1) Liquido ruminal clarificado previamente filtrado en una
gasa triple y centrifugado a 10,000 rpm, por 15 minutos a
4[grados]C, esterilizado 20 minutos a 15 psi,
121[grados]C; (2) Conteniendo (por 1000 mL)6 g de
[K.sub.2]HP[O.sub.4]; (3) Conteniendo (por 1000 mL) 6 g de
[K.sub.2]HP[O.sub.4]; 6 g ([NH.sub.4])2S[O.sub.4]; 12 g
NaCl; 2,45 g MgS[O.sub.4] y 1,6 g de Ca[Cl.sub.2] *
[H.sub.2]O; (4)8gde carbonato de sodio en 100 mL de agua
destilada; (5) 2,5 g de L-cisteina (disuelta en 15 mL de 2N
NaOH) + 2,5 g de [Na.sub.2]S-9[H.sub.2]O (en 100 mL de [H.sub.2]O);
(6) 0,1 mL de resazurina en un volumen final de 100 mL.

TABLA II
EFECTO DEL EXTRACTO SOLUBLE DE LAS PLANTAS
SOBRE LA CONCENTRACION TOTAL DE
PROTOZOARIOS CILIADOS DEL RUMEN (104 mL-1)

Tratamiento            Tiempo de incubacion (hora)

                        0        24       48       72

A. sativa (Testigo)   1,8ab    1,72a    1,50a    0,91a
A. mexicana           1,9ab    0,76c    0,23d    0,07cd
B. vaccinioides       1,8ab    0,71c    0,57cd   0,09c
H. rosa-sinesis       1,8ab    1,52a    1,20ab   0,78a
M. leucanta           1,8ab    0,9bc    0,88b    0,38b
M. alba                2,0a    1,11b    0,92b    0,39ab
Y. schidigera         1,9ab    0,35d    0,17d    0,005d
EEM [+ o -]            4,50     0,96     0,79     1,28

a, b, c y d: distinta letra en la misma columna
son diferentes (P< 0,05);

TABLA III
CONCENTRACION DE PROTOZOARIOS CILIADOS
VIABLES Y pH DE LOS MEDIOS DE CULTIVO
ADICIONADOS CON LA FRACCION SOLUBLE
DE LAS PLANTAS DE USOS MULTIPLES ([10.sup.4] mL-1

Tratamiento                Tiempo de incubacion (hora)

                         0        24        48        72

                                  Concentracion

A. sativa (Testigo)    1,7ab     1,6a      1,3a      0,75a
A. mexicana            1,6b      0,66bc    0,13d     0,04c
B. vaccinioides        1,8ab     0,91b     0,82bc    0,13bc
H. rosa-sinesis        1,7ab     1,23a     1,13a     0,55a
M. leucanta            2,1a      1,42a     0,66cd    0,25b
M. alba                1,9ab     1,11ab    0,98b     0,59a
Y. schidigera          2,2a      0,13c     0,09d     0c
EEM [+ o -]            3,93      0,91      0,93      0.69

                                       pH

A. sativa (Testigo)     6,9       6,7       6,7       6,7
A. mexicana             6,9       6,6       6,6       6,6
B. vaccinioides         7,0       6,9       6,9       6,9
H. rosa-sinesis         6,9       6,7       6,6       6,6
M. leucanta             7,1       6,8       6,7       6,6
M. alba                 6,9       6,8       6,7       6,5
Y. schidigera           6,9       6,7       6,7       6,6

a,b,c y d: distinta letra en la misma columna son
diferentes (P< 0;05);

EEM [+ o -], error estandar de la media.

TABLA IV
EFECTO DE LA FRACCION SOLUBLE DE LAS PLANTAS
SOBRE LA CONCENTRACION DE BACTERIAS
DEL RUMEN

Tratamiento            Tiempo de incubacion (hora)

                         0        24        48

                            Bacterias totales
                         ([10.sup.8] [ml.sup.-1])

A. sativa (Testigo)    1,20       1,8      1,56
A. mexicana            1,34      1,23      1,32
B. vaccinioides        1,34      1,45      1,45
Y. schidigera          0,86      0,95      1,95

                          Bacterias celuloliticas
                          ([10.sup.6] [ml.sup.-1])

A. sativa (Testigo)    1,22      1,00      0,79
A. mexicana            1,00      0,98      0,45
B. vaccinioides        1,34      0,88      0,34
Y. schidigera          1,20      0,98      0,43

No hay diferencia significativa (P<0;05)
dentro de la misma columna.
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Author:Ley De Coss, Alejandro; Cobos Peralta, Mario Antonio; Hernandez Sanchez, David; Guerra Medina, Enriq
Publication:Revista Cientifica de la Facultad de Ciencias Veterinarias
Date:Jan 1, 2011
Words:5595
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