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Evaluacion por Western blot, inmunofluorescencia indirecta y ELISA de perros infectados con Leishmania (Leishmania) infantum.

Western blot, ELISA and indirect immunofluorescence test evaluation of Leishmania (Leishmania) infantum-infected dogs

La leishmaniasis visceral (LV) es una de las enfermedades parasitarias mas importantes en humanos y su transmision en America se relaciona con la presencia de reservorios animales (1). Durante los ultimos 30 anos se han incrementado los casos de LV debido a factores como malnutricion, el sindrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA), cambios demograficos y ecologicos, incremento de cepas resistentes a los tratamientos, establecimiento de nuevos mecanismos de transmision y fallas en las estrategias convencionales de control de reservorios y flebotomos (2,3).

En los perros la LV induce un cuadro clinico variable con manifestaciones tanto cutaneas como viscerales, sin embargo, del 35 al 59 % de los animales infectados son asintomaticos lo que plantea un importante problema de salud publica (4). La infeccion en el perro, principal reservorio domestico de LV, facilita la transmision vectorial al hombre, mediante mosquitos flebotomos contaminados con los amastigotes presentes en la sangre y la piel de este tipo de mascotas (1,5). Las pruebas serologicas han sido las herramientas de eleccion en el diagnostico de LV canina, especialmente cuando se requiere detectar portadores asintomaticos o monitorear esquemas de control (6-9). Se han reportado valores entre 90 - 100 % de sensibilidad y 80% de especificidad para inmunofluorescencia indirecta (IFI) (3,9-10), del 85 - 96 % de sensibilidad y 86 98 % de especificidad para las pruebas de ELISA (4,6,10-13) y con respecto a la prueba de aglutinacion directa (DAT) se habla de una sensibilidad del 100 % y una especificidad del 98,8 % (14). Pruebas serologicas como el Western blotting (WB), son consideradas herramientas altamente sensibles y que han mejorado el diagnostico de LV en perros, sin embargo, no existe aun consenso con respecto al patron de reconocimiento de polipeptidos que pueda relacionarse con la dinamica clinica o parasitologica durante la infeccion en el perro (3,7,8,15-24).

El presente trabajo evaluo el desempeno de las diferentes pruebas empleadas en el diagnostico de LV canina, con el proposito de reforzar las estrategias de control en reservorios y mediante la adaptacion de la prueba de WB busco establecer el grado de correlacion presente entre los resultados obtenidos y los estados clinico y parasitologico.

MATERIALES Y METODOS

Perros inoculados experimentalmente con Leishmania infantum: Se inocularon 2 grupos de 3 perros cada uno con [10.sup.6] y [10.sup.4] promastigotes de la cepa MCAN/ COL/98/CAT por via intravenosa (IV) respectivamente y un grupo de 4 perros con [10.sup.4] parasitos via intradermica (ID). Todos fueron sometidos a los 2, 4 y 8 meses post inoculacion (mpi) a valoracion clinica, toma de sangre, aspirados de ganglio linfatico popliteo y cultivo en medio 3N. Los sueros fueron alicuotados y almacenados a -20[grados]C.

Perros inoculados experimentalmente con Trypanosoma cruzi: Se inocularon 3 perros con tripomastigotes de la cepa MHOM/CO/SPR y 2 perros con la cepa MHOM/CO/DA por via IV con 2 x [10.sup.4] parasitos por kg de peso. Todos los perros fueron sometidos a los 15 dias, 1, 2 y 4 meses post inoculacion a valoracion clinica, toma de sangre de la vena cefalica para prueba de microhematocrito y para la obtencion de sueros.

Sueros controles positivos y negativos: Se tomaron 5 sueros de perros de zona endemica y 16 sueros de perros de la ciudad de Bogota D.C. Todos fueron confirmados parasitologicamente por impronta y cultivo de muestras de ganglio linfatico popliteo, higado, bazo y medula osea.

Sueros de reaccion cruzada con otros parasitos: Se recolectaron 10 muestras de sueros de perros infectados con Babesia spp. (3), Erhlichia spp. (3), Dirofilaria spp. (2) y Leishmania (Viannia) spp. (2).

Sueros de perros de zona endemica y no endemica: Se colectaron 150 y 40 muestras de sangre en zona endemica y no endemica respectivamente.

Prueba de Inmunofluorescencia indirecta: Se llevo a cabo teniendo en cuenta lo descrito por Corredor et al. (25) empleando promastigotes de Leishmania infantum y un conjugado anti-Ig G canina marcado con fluoresceina a la dilucion de 1:32. Se emplearon diluciones seriadas de los sueros desde 1:16 hasta 1:4096 y el punto de corte fue establecido en una dilucion [mayor que o igual a] 1:32.

Prueba de ELISA: Se llevo a cabo teniendo en cuenta lo descrito por Pappas et al. (26) y Vega et al. (10) empleando un lisado de promastigotes de Leishmania infantum con una concentracion de 7,5 [micron]/ml y diluciones de suero de 1:600. Se empleo un conjugado anti-Ig G canina marcado con fosfatasa alcalina a la dilucion 1:6000. El punto de corte fue establecido a un valor de absorbancia > 0.421.

Prueba de Western Blotting (WB): Se llevo a cabo siguiendo lo descrito por Laemmli (27) y Towbin et al. (28) empleando un lisado de promastigotes de Leishmania infantum cuya concentracion de proteina fue medida por el metodo de Bradford (29) empleando 5 ig por carril. La separacion por electroforesis se llevo a cabo en geles de poliacrilamia al 12% con SDS 0,1 %. La dilucion de suero empleada fue de 1:200 y del conjugado de 1:20000.

Analisis de resultados: Se calcularon los parametros de sensibilidad, especificidad, valor predictivo positivo, valor predictivo negativo y prevalencia aparente para cada una de las pruebas asi como la concordancia entre ellas con la sintomatologia clinica tanto a nivel experimental como a nivel de campo empleando el programa WinEpiscope 2.0 (Borland[R] & Delphi TM, 1998).

Aspectos eticos: Se aplico la Ley 84 de 1989 (30) y la Resolucion No. 8430 de 1993 del Ministerio de Salud (31).

RESULTADOS

Los perros inoculados experimentalmente mostraron variaciones en la respuesta clinica y parasitologica dependiendo del tipo de inoculo y de la fase de infeccion. En los inoculos [10.sup.6] y [10.sup.4] IV se observaron perros sintomaticos y asintomaticos mientras que con el inoculo [10.sup.4] ID todos los perros en algun momento fueron sintomaticos. No se logro demostrar la presencia de amastigotes en 3 de los 10 perros inoculados experimentalmente (Tabla 1).

Por WB, los sueros de los perros infectados experimentalmente con L. infantum reconocieron 15 fracciones antigenicas entre 10 y 123 kDa mientras que los perros infectados naturalmente reconocieron 9 fracciones antigenicas adicionales. Los perros infectados con T. cruzi mostraron reacciones cruzadas en 8 bandas. Los animales infectados con Erhlichia spp., Babesia spp. y Dirofilaria spp. reconocieron unicamente las bandas de 50 y 69 kDa; en el caso de los perros infectados con L. (Viannia) spp. no se observo reaccion cruzada con la fraccion antigenica de 13 kDa, la cual fue reconocida exclusivamente en sueros de perros infectados con L. infantum. Los perros sanos reconocieron las bandas de 69, 75, y 123 kDa.

Se encontro que el 64 % de los perros sintomaticos y el 37 % de los asintomaticos fueron positivos a WB. En muestras de perros parasitologicamente confirmados el 77 % fueron positivas a WB mientras que el 45 % fueron positivas para WB, pero negativas parasitologicamente a pesar de la infeccion experimental.

En los animales infectados experimentalmente con L. infantum se encontro que el 45,4 % fueron positivos a IFI y WB y que el 67,5 % de los perros no infectados fueron negativos a las dos pruebas. Por ELISA y WB se encontro que para estas dos pruebas de los animales infectados experimentalmente fueron positivos el 48,4 % y negativos el 57,5 % de los perros no infectados.

Los resultados y los parametros de todas las pruebas pueden observarse en la Tabla 2. El examen parasitologico mostro la menor sensibilidad y las prevalencias aparentes obtenidas mediante las pruebas de WB y el examen parasitologico son las mas bajas, ademas la prevalencia obtenida mediante el examen parasitologico difiere significativamente ([alfa]=0,05) de la prevalencia real. Los indices kappa ([kappa]) mas altos se presentaron con la prueba de IFI y ELISA ([kappa]=0,59), examen parasitologico y estado clinico (k=0,59) y examen parasitologico y WB ([kappa]=0,52).

DISCUSION

El desarrollo de herramientas diagnosticas para detectar animales infectados con L. infantum constituye una de las tareas prioritarias establecidas por la OMS para el control de la leishmaniasis zoonotica (1,32). De Paula et al. (3) e Iniesta et al. (17) afirman que los estudios epidemiologicos y las medidas de control, en los casos de LV zoonotica, deben basarse en los valores verificados de sensibilidad y especificidad de cada prueba, sin embargo, no existe consenso sobre cual tecnica seria la mas eficiente.

Segun Desjeux (1), en humanos el diagnostico por aspirado de bazo es considerado el "gold estandar". Esto contrasta con lo obtenido en los perros infectados naturalmente donde se encontro que la impronta de bazo fue menos sensible (40 %) que el aspirado de ganglio linfatico popliteo (80 %). En los perros experimentales la maxima sensibilidad del aspirado de ganglio alcanzo el 70 % a los 4 mpi. Es posible que existan variaciones con respecto a la distribucion del parasito en relacion a la especie afectada (4,33-35).

Alexandre y Dias (9) reportan que IFI mejora la precocidad del diagnostico en perros asintomaticos situacion que se confirmo experimentalmente en perros infectados pero negativos parasitologicamente. De los 10 sueros tomados 2 mpi el 50 % fue positivo por IFI, 20 % por WB y solo el 10 % por ELISA. Los programas de control de LV canina han considerado la prueba de IFI como la tecnica de eleccion para el diagnostico (9,10,32,36); en este estudio se encontro que el 27,3 % de los perros infectados mostraron titulos negativos (Tabla 1). Bernardina et al. (13) y Mancianti et al. (6) reportaron positividad para la prueba de IFI entre el 93 % y el 97,8 % en perros confirmados parasitologicamente respectivamente, datos que contrastan con el 72,7 % de positividad obtenido en este estudio. Por IFI solo se detecto al 67,5 % de los perros no infectados como tal, similar a lo descrito por De Paula et al. (3).

En los perros se han reportado reacciones cruzadas por IFI con miembros relacionados de la familia Trypanosomatidae como T. cruzi y algunas especies de Leishmania sp. cutanea circulantes en perros (9,32). Vega et al. (10) encontraron reacciones cruzadas con T. evansi y el presente trabajo evidencio positividad despues de los 2 mpi en perros con T. cruzi. Por IFI no se encontraron reacciones cruzadas con babesiosis, erhlichiosis ni dirofilariasis, similar a lo descrito por Mancianti et al. (6).

Segun Alexandre&Dias (9), Vega et al. (10), Travi et al. (4) y Mancianti et al. (37) la prueba de ELISA ha permitido obtener mayor sensibilidad y especificidad en el diagnostico de LV canina. Sin embargo, el ELISA no mejoro la precocidad en el diagnostico con respecto a IFI. Segun Nieto et al. (22) el tipo de antigeno y la purificacion del mismo puede afectar los resultados en fases iniciales de la infeccion con LV canina. El porcentaje de positividad obtenido en los perros infectados tanto natural como experimentalmente, fue del 51,5 %, el menor para las tres pruebas utilizadas, lo que contrasta con lo descrito por Mancianti et al. (37). Por ELISA se obtuvo el mayor porcentaje de falsos positivos y de los perros no infectados el 10 % no mostraron titulos de anticuerpos por IFI pero si fueron positivos por ELISA; lo que concuerda con lo descrito por Almeida et al. (7) quienes encontraron que los valores de especificidad de ELISA disminuyeron debido al uso de antigenos crudos y la presencia de anticuerpos de reaccion cruzada. En los sueros de perros inoculados con T. cruzi el 81 % fueron positivos por ELISA, reacciones que tambien han sido reportadas Vercammen et al. (12). Se observo reaccion cruzada con Erhlichia spp. a diferencia de lo reportado por Mancianti et al. (6) quienes encontraron reacciones cruzadas con Dirofilaria spp. y Babesia spp. Las reacciones inespecificas pueden darse con antigenos crudos como lo reportan Alexandre&Dias (9) y Mancianti et al. (37) o a condiciones nutricionales y exposicion a otros patogenos como lo reportan Bernardina et al. (13), Abranches et al. (18) y Pappas et al. (26).

La prueba de WB no incremento significativamente los niveles de deteccion obtenidos por las pruebas de IFI o ELISA en los animales infectados. Los resultados de las pruebas de ELISA y WB en animales infectados fueron similares, datos que concuerdan con los reportados por Deplazes et al. (38), posiblemente debido a que el antigeno empleado para las dos pruebas fue el mismo y el porcentaje de deteccion de perros en fases iniciales de la infeccion experimental fue bajo para las dos pruebas. Teniendo en cuenta que con la prueba de WB fue posible determinar las fracciones antigenicas responsables de algunas de las reacciones cruzadas que probablemente afectaron el desempeno de las pruebas de IFI y ELISA, se logro disminuir el numero de falsos positivos por WB.

Se encontro que las fracciones de 13, 57 y 73 kDa se visualizaron en los sueros de perros parasitologicamente comprobados e infectados naturalmente y en los sueros de seguimiento experimental en todas las fases y con todos los inoculos. Datos similares han sido reportados por De Paula et al. (3), Aisa et al. (16), Mancianti et al. (37), Neogy et al. (15) y Abranches et al. (18).

Fracciones de bajo peso molecular (13 kDa) han sido reportadas por Mary et al. (39) como potencialmente diagnosticas, especialmente en fases tempranas de LV, dato que corresponde a lo observado en este estudio donde esta banda fue reconocida solamente por los perros inoculados experimentalmente con L. infantum a partir de los 2 mpi e incluso no fue reconocida por los sueros de perros infectados con L. (Viannia) spp. Fernandez-Perez et al. (8) reportaron la visualizacion de la banda de 57 kDa en perros sintomaticos relacionandola con respuesta tipo Th2, por el contrario esta banda fue reconocida en el presente estudio tanto en perros sintomaticos como asintomaticos, posiblemente porque durante el proceso de infeccion los animales se encontraban en fase prepatente. Con respecto al reconocimiento de la banda de 73 kDa, Mancianti et al. (37) reporta la presencia de esta banda en perros infectados, sin embargo Mary et al. (32) y Aisa et al. (16) describen reacciones inespecifcas con los antigenos ubicados en el rango de 70-75 kDa en perros de zonas libres de LV. La alta frecuencia de reconocimiento y la fuerte intensidad que se presento con la banda de 69 kDa pudo deberse a que, como lo expone Aisa et al. (16), en este rango de pesos moleculares se encuentran peptidos de proteinas de choque termico, altamente conservados entre los diferentes organismos vivos. En este trabajo se encontraron reacciones cruzadas con antigenos de Babesia spp., especificamente con las fracciones de 50, 69 y 75 kDa, sin embargo las reacciones cruzadas con antigenos de Ehrlichia spp. descritas en este mismo trabajo con la prueba de ELISA no fueron confirmadas por prueba de WB.

Con respecto a otras bandas importantes encontradas, la banda de 32 kDa ha sido tambien descrita por De Paula et al. (3) quienes la catalogan como potencialmente diagnostica en los casos de LV en America asociandola con una banda de 29 kDa, que tambien fue visualizada en los perros infectados con L. infantum en todos los inoculos y durante todo el seguimiento experimental pero de forma similar fue observada en una muestra de suero de uno de los perros inoculados experimentalmente con T. cruzi 120 dpi. Por lo tanto, los hallazgos obtenidos indican que en zonas donde circulen de forma concomitante L. infantum y T. cruzi no deberia tenerse en cuenta las bandas de 29, 34, 50, 69, 75, 86, 99 y 123 kDa. El uso de los analisis de WB es util en la determinacion de los perros infectados con LV; sin embargo no existe consenso con respecto al patron de reconocimiento.

Los estudios realizados en Brasil, muestran a IFI como la prueba de referencia para el control de LV en perros (3,9,40). Los resultados de este trabajo confirmarian la utilidad de la prueba de IFI ya que mostro la mayor sensibilidad y una alta especificidad comparada con las demas pruebas, adicionalmente junto con la prueba de ELISA fue la que mas se acerco a la prevalencia real. La concordancia (k) mas alta a nivel de campo se presento con las pruebas de IFI y WB, lo que indicaria que al emplearlas concomitantemente seria posible obtener una buena sensibilidad (IFI) y especificidad (WB) en los analisis de campo como lo demostro De Paula et al. (3) y las prevalencias aparentes obtenidas no se alejarian significativamente de la prevalencia real.

Teniendo en cuenta que los metodos directos y las pruebas serologicas en zonas endemicas pueden subdiagnosticar la infeccion por LV es recomendable adaptar nuevas tecnicas que permitan un diagnostico mas sensible en las etapas tempranas de la infeccion y despues del tratamiento en los perros afectados; sin embargo, solamente un constructo que combine tanto pruebas directas como indirectas seria la forma mas eficiente de diagnostico. En el caso de WB, el emplear las bandas especificas encontradas en este trabajo como indicadores de infeccion temprana, especialmente aquellas con pesos moleculares <30 kDa, con preparaciones antigenicas mucho mas elaboradas, podria mejorar los valores de sensibilidad y especificidad de la prueba. Debido a que existen otras formas zoonoticas de leishmaniasis circulando en los perros en America, en estudios posteriores deberian emplearse un mayor numero de muestras de suero de perros infectados con aislados causantes de leishmaniasis cutanea, ya que los datos obtenidos en este estudio aun son muy reducidos

Recibido 19 Enero 2009/Enviado para Modificacion 9 Julio 2009/Aceptado 15 Julio 2009

REFERENCIAS

(1.) Desjeux P. Leishmaniasis: current situation and new perspectives. Comp Immunol Microbiol Infect Dis 2004; 27:305-318.

(2.) Tesh R. Control of zoonotic visceral leishmaniasis: Is it time to change strategies? Am J Trop Med Hyg 1995; 52: 287-292.

(3.) De Paula A, Da Silva A, Fernandes O, Jansen A. The use of immunoblot analysis in the diagnosis of canine visceral leishmaniasis in an endemic area of Rio de Janeiro. J Parasitol 2003; 89: 832-836.

(4.) Ciaramella P & Corona M. Canine leishmaniasis: Clinical and diagnostic aspects. Comp Cont Educ Pract Vet 2003; 25:358-369.

(5.) Travi B, Tabares C, Cadena H, Ferro C, Osorio Y. Canine visceral leishmaniasis in Colombia. Relationship between clinical and parasitological status and infectivity for sand flies. Am J Trop Med Hyg 2001; 64:119-124.

(6.) Mancianti F, Pedonese F, Poli A. Evaluation of dot-enzyme linked immunoabsorbent assay (dot ELISA)for the serodiagnsosis of canine leishmaniasis as compared with indirect immunofluorescence assay. Vet Parasitol 1996; 65:1-9.

(7.) Almeida M, Jesus E, Sousa-Atta M, Alves L, Berne M, Atta A. Antileishmanial antibody profile in dogs naturally infected with Leishmania chagasi. Vet Immunol Immunopatol 2005; 106:151-158.

(8.) Fernandez-Perez F, Gomez-Munoz S, Mendez J. Leishmania-specific lymphoproliferative responses and Ig G1/Ig G2 immunodetection patterns by Western blot in asymptomatic, symptomatic and treated dogs. Acta Trop. 2003; 86:83-91.

(9.) Alexandre W & Dias P. Reflexoes sobre a qualidade do diagnostico da leishmaniose visceral canina em inqueritos epidemiologicos: o caso da epidemia de Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil, 1993-1997. Cad Saude Publica, Rio de Janeiro 2004; 20:259-265.

(10.) Vega J, Lopez C, Vargas J, Ayala M. Nicholls S, Bello F, et al. Estandarizacion de la prueba de ELISA para el inmunodiagnostico de la Leishmaniasis visceral canina. In: Agudelo C. eds. I Encuentro de Investigadores en Salud Publica de la Universidad Nacional de Colombia. Bogota: Instituto de Salud Publica; 2003.

(11.) Riera C, Valladares J, Gallego M, Aisa M, Castillejo S, Fisa R, et al. Serological and parasitological follow-up in dogs experimentally inected with Leishmania infantum and treated with meglumine antimoniate. Vet Parasitol 1999; 84:33-47.

(12.) Vercammen F, Berkvens D, Le Ray D, Jacquet D, Vervoort T. Development of a slide ELISA for canine leishmaniasis and comparison with four serological tests. Vet Record 1997; 141: 328-330.

(13.) Bernadina W, De Luna R, Oliva G, Ciaramella P. An immunodiffusion assay for the detection of canine leishmaniasis due to infection with Leshmania infantum. Vet Parasitol 1997; 73:207-213.

(14.) Harith A, Slappendel R, Reiter I, Van Knapen F, De Korte P, Huigen E, Kolk A. Application of a direct agglutination test for the detection of specific anti- Leishmania antibodies in the canine reservoir. J Clin Microbiol 1989; 27:2252-2257.

(15.) Neogy A, Vouldoukis I, Silva O, Tselentis Y, Lascombe J, Segalen T, et al. Serodiagnosis and screening of canine visceral leishmaniasis in an endemic area of Corsica: Aplicability of a direct agglutination test and immunoblot analysis. Am J Trop Med Hyg 1992; 47:772-777.

(16.) Aisa M, Castillejo S, Gallego M, Fisa R, Riera M, Colmenares M et al. Diagnostic potential of western blot analisis of sera from dogs with Leishmaniasis in endemic areas and significance of the pattern. Am J Trop Med Hyg 1998; 58:154-159.

(17.) Iniesta L, Fernandez-Barredo S, Bulle B, Gomez M, Piarrous R, Gallego M, et al. Diagnostic techniques to detect cryptic leishmaniasis in dogs. Clin Diagn Lab Immunol 2002; 9:1137-1141.

(18.) Abranches P, Santos-Gomes G, Rachamim N, Campino L, Schnur L, Jaffe C. An experimental model for canine visceral leishmaniasis. Parasite Immunol 1991; 13:537-550.

(19.) Rolland L, Monjour M, Danis M, Gentilini M. Leishmanioses viscerale. Diagnostic par immuno empreinte. Presse Medicale 1992 ; 21 :971-973.

(20.) Carrera L, Fermin L, Tesouro M, Garcia P, Rolla E, Gonzalez J, et al. Antibody response in dogs experimentally infected with Leishmania infantum: Infection course antigen markers. Experimental Parasitol 1996; 82:139-146.

(21.) Correira Da Costa J, Asit B, Vouldoukins I., Sampaio M, Gentilini M, Monjour L. Antigenic components of partially purified antigens of Leishmania donovani infantum reocognized by sera from dogs with asymptomatic or active visceral leishmaniasis. Am J Trop Med Hyg 1996; 55:511-515.

(22.) Nieto CG, Garcia-Alonso M, Requena J, Miron C, Soto M, Alonso C, Navarrete I. Analysis of the humoral immune response against total and recombinant antigens of Leishmania infantum correlation with disease progression in canine experimental leishmaniasis. Vet Immunol Immunopathol 1999; 67:117-130.

(23.) Lasri S, Sahibi H, Natami A, Rhalem A. Western blot analysis of Leishmania infantum antigens using sera from pentamidine-treated dogs. Vet Immunol Immunopathol 2003; 91:13-18.

(24.) Iniesta L, Gallego M, Portus M. Immunoglobulin G and responses in varios stages of canine leshmaniosis. Vet Iimmunol Iimmunopathol 2005; 103:77-81.

(25.) Corredor A, Alvarez C, Agudelo C, Lopez C, Caceres M, Reyes P, et al. Prevalence of Trypano soma cruzi and Leishmania chagasi infections risk factors in Colombian indigenous population. Rev Inst Med Trop S Paulo 1999; 41:229-234.

(26.) Pappas M, Hajkowski R, Hockmeyer T. Standardization of the Dot-Enzyme-Linked immunosorbent Assay (Dot-ELISA) for human visceral leishmaniasis. Am J Trop Med Hyg 1984; 33:1105-1111.

(27.) Laemmli U. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 1970; 227:680-685.

(28.) Towbin H, Staehelin T, Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrilamide gels to nitrocellulose sheets: procedures and some applications. Proc Natl Acad Sci USA 1979; 76:4350-4354.

(29.) Bradford M. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein dye binding. Anal Biochem 1976; 72:248-254.

(30.) Congreso de la Republica de Colombia. Ley 084 de 1989. Estatuto Nacional de Proteccion de los animales. Diario Oficial, Ano CXXVI. N.39120.27,1989:1-14.

(31.) Ministerio de Salud, Republica de Colombia. Resolucion No. 008430 de 1993. Investigacion en Salud. 1993:1-20.

(32.) Cabrera M, Paula A, Camacho L, Marzochi M, Navier S, Da Silva A, et al. Canine visceral leishmaniasis in Barra de Guarativa, Rio de Janerio, Brazil: Assessment of risk factors. Rev Inst Med Trop S Paulo 2003; 45:79-83.

(33.) Ashford R. The leishmaniasis as model zoonoses. Ann Trop Med Parasitol 1997; 91:693-701.

(34.) Miles M, Vexanat J, Furtado Campos H, Fonseca de Castro J. Canine leishmaniasis in Latin America: Control strategies for visceral leishmaniasis. In: Hoechst Roussel Vet. Canine Leishmaniasis: An update. Proceedings of the Internacional Canine Leishmaniasis forum. Barcelona Hoechst Roussel Vet; 1999.

(35.) Molina R, San Andres M, Tesouro M, Nieto J, Vitututia M, Gonzalez F, et al. Canine leishmaniaisis: clinical, parasitological and entomological follow up after chemotherapy. Ann Trop Med Parasitol 1994; 88: 371-378.

(36.) Fernandez J, Charry T, Lozano C, Rojas C, Mazabel C, Bello F, et al. Prevalencia de Leishmaniasis Visceral Canina en Municipios de Huila-Colombia. Rev Salud Publica 2003; 4:278-285.

(37.) Mancianti F, Falcone M, Giannelli C, Poli A. Comparison between an enzyme linked immunosorbent assay using a detergent soluble Leishmania infantum antigen and indirect immunofluorescence for the diagnosis of canine leishmaniasis. Vet Parasitol 1995; 59:13-21.

(38.) Deplazes P, Smith N, Arnold P, Lutz H, Eckert J. Specific Ig G1 and Ig G2 antibody responses of dogs to Leishmania infantum and others parasites. Parasite immunol 1995; 17: 451-458.

(39.) Mary C, Lamouroux D, Dunan S, Quilici M. Western blot analysis of antibodies to Leishmana infantum antigens: potential of the 14-Kd and 16-Kd antigens for diagnosis and epidemiological purposes. Am J Trop Med Hyg 1992; 47:764-771.

(40.) De Oliveira S, Araujo M. Avaliacao das acoes de controle da leishmaniose visceral (calazar) em uma area endemica do Estado da Bahia, Brasil (1995-2000). Cad. Saude Publica, Rio de Janeiro 2003; 51:1681-1690.

Jimmy J. Vargas-Duarte [1], Myriam C. Lopez-Paez [2], Jesus E. Escovar-Castro [3] y Jose Fernandez-Manrique [3]

[1] Instituto de Genetica, Universidad Nacional de Colombia. jjvargasd@unal.edu.co.

[2] Departamento de Salud Publica, Parasitologia. Facultad de Medicina, Universidad Nacional de Colombia. mclopezp@unal.edu.co.

[3] Departamento de Ciencias basicas. Universidad de la Salle. jeescobar@unisalle.edu.co, josefernandezm@yahoo.com
Tabla 1. Resultados obtenidos en los perros infectados experimental y
naturalmente a nivel clinico, parasitologico y serologico

                                 Fase       Presencia
     Inoculo         Perro    infeccion     de signos       Examen
   Experimental       No.    experimental   clinicos    parasitologico

[10.sup.6] prom IV     1        2 mpi           +             -
[10.sup.6] prom IV     1        4 mpi           +            nLp
[10.sup.6] prom IV     2        8 mpi           ~             ~
[10.sup.6] prom IV     2        2 mpi           -             -
[10.sup.6] prom IV     2        4 mpi           ~             ~
[10.sup.6] prom IV     2        8 mpi           -             -
[10.sup.6] prom IV     3        2 mpi           ~             ~
[10.sup.6] prom IV     3        4 mpi           +            nLp
[10.sup.6] prom IV     3        8 mpi           ~             ~
[10.sup.4] prom IV     4        2 mpi           -             -
[10.sup.4] prom IV     4        4 mpi           +            nLp
[10.sup.4] prom IV     4        8 mpi           +             -
[10.sup.4] prom IV     5        2 mpi           -             -
[10.sup.4] prom IV     5        4 mpi           -             -
[10.sup.4] prom IV     5        8 mpi           ~             ~
[10.sup.4] prom IV     6        2 mpi           -             -
[10.sup.4] prom IV     6        4 mpi           ~            nLp
[10.sup.4] prom IV     6        8 mpi           -             -
[10.sup.4] prom IV     7        2 mpi           -             ~
[10.sup.4] prom IV     7        4 mpi           -            nLp
[10.sup.4] prom IV     7        8 mpi           -            nLp
[10.sup.4] prom ID     8        2 mpi           -             -
[10.sup.4] prom ID     8        4 mpi           +            nLp
[10.sup.4] prom ID     8        8 mpi           +            nLp
[10.sup.4] prom ID     9        2 mpi           +             ~
[10.sup.4] prom ID     9        4 mpi           +             -
[10.sup.4] prom ID     9        8 mpi           +             ~
[10.sup.4] prom ID    10        2 mpi           +             -
[10.sup.4] prom ID    10        4 mpi           ~             -
[10.sup.4] prom ID    10        8 mpi           +            nLp
Inf. natural          11          ~             +            nLp
Inf. natural          12          ~             +            nLp
Inf. natural          13          ~             +            nLp
Inf. natural          14          ~             +           nLp. B
Inf. natural          15          ~             +             B

     Inoculo          Titulo     Absorbancia
   Experimental         IFI         ELISA

[10.sup.6] prom IV     1:64         0.268
[10.sup.6] prom IV     1:256        1.266
[10.sup.6] prom IV       ~            ~
[10.sup.6] prom IV     1:16         0.222
[10.sup.6] prom IV     1:128        0.326
[10.sup.6] prom IV     1:16         0.279
[10.sup.6] prom IV     1:128        0.994
[10.sup.6] prom IV     1:256        1.500
[10.sup.6] prom IV       ~            ~
[10.sup.4] prom IV      NR          0.338
[10.sup.4] prom IV      NR           >2
[10.sup.4] prom IV     1:256        1.65
[10.sup.4] prom IV     1:16         0.208
[10.sup.4] prom IV     1:64         0.419
[10.sup.4] prom IV      NR          0.432
[10.sup.4] prom IV     1:128        0.362
[10.sup.4] prom IV     1:256        0.738
[10.sup.4] prom IV     1:128        0.921
[10.sup.4] prom IV     1:16         0.384
[10.sup.4] prom IV     1:16         0.189
[10.sup.4] prom IV     1:64         0.262
[10.sup.4] prom ID     1:32         0.311
[10.sup.4] prom ID     1:128        0.719
[10.sup.4] prom ID     1:256        1.512
[10.sup.4] prom ID     1:32         0.253
[10.sup.4] prom ID     1:128        0.612
[10.sup.4] prom ID     1:32         1.216
[10.sup.4] prom ID     1:16         0.362
[10.sup.4] prom ID     1:64         0.267
[10.sup.4] prom ID     1:64         0.267
Inf. natural           1:128         1.5
Inf. natural          1:4096         2.5
Inf. natural          1:4096        2.443
Inf. natural          1:4096        1.434
Inf. natural           1:512         1.5

IV: Invtravenoso. ID: Intradermico.
nLp: Nodulo linfatico popliteo. B: Bazo

Tabla 2. Parametros calculados para la evaluacion del estado
clinico, parasitologico y las pruebas serologicas de IFI, ELISA y
WB en los casos de leishmaniasis visceral canina

                             Pruebas Diagnosticas Empleadas

                   Estado        Examen
                   Clinico   Parasitologico    IFI     ELISA      WB
Parametro             %            %            %        %        %
Evaluado           (IC) *        (IC) *       (IC) *   (IC) *   (IC) *

Sensibilidad        51.5          39.4         69.7     51.5     57.6
                   (34.5-        (22.7-       (54.1-   (34.5-   (40.7-
                    68.6)        56.1)        85.4)    68.6)    74.4)

Especificidad        50           100          67.5     57.5     100
                   (34.5-          -          (52.9-   (42.2-     -
                    65.5)                     82.1)    72.8)

Valor Predictivo    45.9          100          63.8      50      100
Positivo           (29.9-          -          (48.2-   (33.1-     -
                     62)                      79.6)    66.8)

Valor Predictivo    55.6          66.7         72.9     58.9     74.1
Negativo           (39.3-        (34.5-       (58.6-   (43.5-   (62.4-
                    71.8)        65.5)        87.3)    74.4)    85.8)

Prevalencia         50.7          17.8         49.3     46.6     26.1
Aparente           (39.2-        (9.03-       (37.8-   (35.1-   (16.1-
                    62.2)        26.6)        60.8)    58.1)    36.1)

Prevalencia                         45.2 (33.8-56.6)
Real

f* [alfa]=0.05
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Author:Vargas-Duarte, Jimmy J.; Lopez-Paez, Myriam C.; Escovar-Castro, Jesus E.; Fernandez-Manrique, Jose
Publication:Revista de Salud Publica
Article Type:Report
Date:Aug 1, 2009
Words:5330
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