Printer Friendly

Efecto del fotoperiodo y la temperatura sobre la composicion bioquimica en reproductores silvestres de cabrilla sardinera, Mycteroperca rosacea (Streets, 1877).

Effect of photoperiod and temperature on the biochemical composition in wild broodstock of sardine cabrilla, Mycteroperca rosacea (Streets, 1877)

INTRODUCCION

La cabrilla sardinera, Mycteroperca rosacea (Teleostei: Serranidae) es un recurso importante para la pesca comercial y deportiva, debido a su alto valor en el mercado, ha sido propuesta como un buen candidato para la acuicultura (Diaz-Uribe et al., 2001). Es una especie endemica de Mexico, se distribuye desde el suroeste de la peninsula de Baja California, hasta la costa de Jalisco, habitando areas rocosas sobre los 50 m de profundidad (Heemstra & Randall, 1993; Allen & Robertson, 1998). Los juveniles se alimentan de peces y crustaceos bentonicos, y los adultos se alimentan de arenque, anchoveta y otros peces (Aburto-Oropeza et al., 2008). Alcanza la madurez sexual entre 3 y 5 anos de edad a tallas superiores a 30 cm de longitud total (Diaz-Uribe et al., 2001; Aburto-Oropeza et al., 2008).

El ciclo reproductivo de la cabrilla sardinera, al igual que otros peces teleosteos, esta regido en gran medida por las condiciones ambientales, entre las que destacan el fotoperiodo y la temperatura, que juegan un papel importante en la sincronizacion de los ritmos diarios y estacionales, por lo que sus funciones fisiologicas, procesos bioquimicos y su comportamiento se ven afectados por tales factores (Bromage et al., 2001; Falcon et al., 2003; Pankhurst & Porter, 2003).

Se ha descrito cuatro etapas dentro del ciclo reproductivo de la cabrilla sardinera en la bahia de La Paz, Baja California Sur: 1) La etapa de maduracion (enero-abril) coincide con el periodo del ano en que se incrementa gradualmente la temperatura del agua y el numero de horas luz; se caracteriza por un alto porcentaje de ovocitos vitelogenicos en hembras y la presencia de esperma fluyente en machos; 2) la etapa de desove (mayo-junio) se presenta cuando el fotoperiodo alcanza el maximo de horas luz en el ano y la temperatura fluctua entre 21[grados] y 25[grados]C, los ovocitos en maduracion final e hidratados predominan en las hembras y los machos continuan presentando esperma fluyente; 3) en la etapa de posdesove (julio), se observa un alto porcentaje de ovocitos atresicos y se incrementa el numero de ovocitos en crecimiento primario en las hembras y un alto porcentaje de machos ya espermiados, y 4) la etapa de reposo (agosto-diciembre), donde, tanto la temperatura del agua como el fotoperiodo llegan a sus valores minimos en el ano, las hembras poseen unicamente ovocitos en crecimiento primario y la totalidad de los machos se encuentra en regresion (Estrada-Godinez et al, 2011).

Los estudios sobre la composicion bioquimica en reproductores silvestres sometidos a sus condiciones naturales de alimentacion y las variaciones que se presentan en relacion a las condiciones ambientales, puede entregar informacion valiosa sobre los requerimientos nutricionales de las especies con potencial acuicola y pesquero. Por lo tanto, el objetivo del presente trabajo es analizar la composicion bioquimica de diferentes tejidos de reproductores de cabrilla sardinera en la bahia de La Paz para detectar eventuales variaciones en relacion a las diferentes etapas de su ciclo reproductivo y a las condiciones ambientales.

MATERIALES Y METODOS

Obtencion de reproductores y parametros ambientales

Mensualmente se recolectaron reproductores de cabrilla sardinera por medio de lineas y anzuelos, utilizando sardina viva como carnada, al norte de la bahia de la paz en el golfo de California, Mexico, de marzo de 2008 a febrero de 2009. La temperatura superficial del agua se registro a partir del sitio web: http://www. coastwatch.noaa.gov.

Los datos de fotoperiodo para el area de estudio se obtuvieron de la pagina web: http://www.usno.navy. mil/USNO/astronomical-applications/data-services/rs-one-day-world.

Analisis de las muestras

Los peces capturados fueron sacrificados y eviscerados. Se registro la longitud total (mm) y el peso (g). Tambien se registro el peso de la gonada, peso del higado y peso de la grasa visceral de cada individuo y con ello se estimaron los siguientes indices:

(1) Factor de condicion (K) = ([W.sub.t]/[L.sub.t.sup.3]) x 100

(2) Indice gonadosomatico (IGS) = ([W.sub.g]/[W.sub.t]) x 100

(3) Indice hepatosomatico (IHS) = ([W.sub.h]/[W.sub.t]) x 100

(4) Indice de grasa visceral (IGV) = ([W.sub.gv]/[W.sub.t]) x 100

donde: [W.sub.t] es el peso total del pez (g), [L.sub.t] es la longitud total (mm), [W.sub.g] es el peso de la gonada (g), [W.sub.h] es el peso del higado (g) y [W.sub.gv] es el peso de la grasa visceral (g).

Se obtuvo muestras de sangre, higado, gonada y musculo para efectuar a cabo los analisis de proteinas, trigliceridos y colesterol. Las muestras de sangre fueron centrifugadas a 4.000 rpm por 5 min a -4[grados]C para la obtencion de plasma.

Analisis de proteinas, trigliceridos y colesterol

Las muestras de tejido (higado, gonada y musculo) fueron previamente liofilizadas y pulverizadas; posteriormente fueron re-hidratadas con solucion fisiologica (1 mL de NaCl 0,9% + 0,1 g de muestra) y se homogeneizaron por 10 s. Finalmente, fueron digeridas por 2 h con NaOH 0,1N (10 [micron]L de muestra + 90 [micron]L de NaOH 0,1N). Las muestras de plasma fueron diluidas en agua destilada (1:100 v:v).

Para la medicion de proteinas se utilizo el metodo de Bradford modificado para microplaca por Racotta & Hemandez-Herrera (2000) y la lectura se realizo en un espectrofotometro de placas (Termo Multiskan Spectrum) a 595 nm.

Los trigliceridos se midieron mediante una prueba enzimatica colorimetrica GPO-Trinder (Randox Ltd., Crumlin, Co, Antrim, UK) y la lectura se realizo el espectrofotometro de placas a 540 nm.

Para los analisis de colesterol tambien se utilizo la prueba enzimatica colorimetrica CHOD-PAP (Randox Ltd., Crumlin, Co, Antrim, UK), y en la lectura tambien se realizo en un espectrofotometro de placas a 540 nm.

Los resultados obtenidos de las muestras de tejido se expresaron en mg [g.sup.-1] y los de plasma en mg [mL.sup.-1].

Analisis estadistico

Se realizaron analisis de varianza (ANOVA) de una via para determinar cambios en los indices somaticos y en los parametros bioquimicos en ambos sexos durante las epocas reproductivas previamente establecidas por Estrada-Godinez et al. (2011). Los parametros que presentaron diferencias significativas fueron analizados posteriormente utilizando pruebas de Duncan (P < 0,05). Se verifico la homogeneidad de varianzas de los resultados obtenidos con la prueba de Kolmogorov-Smirnov. Se realizo la transformacion estadistica de los indices fisiologicos estimados antes de ser sometidos a las pruebas estadisticas.

Se realizaron pruebas de correlacion de Pearson (P < 0,05) para los siguientes datos: (1) entre los indices somaticos, (2) entre los indices somaticos con respecto a la temperatura y el fotoperiodo, (3) entre parametros bioquimicos obtenidos, y 4) entre dichos parametros con respecto a la temperatura y el fotoperiodo.

Los analisis estadisticos y las graficas de los resultados se elaboraron con el programa computacional Sigma Plot version 11.0 para Windows (2008 Systat Software Inc.[R]).

RESULTADOS

Se capturo un total de 187 reproductores de cabrillas sardineras, de los cuales 146 fueron hembras (388.5 [+ o -] 6.3 mm de longitud total y 822,4 [+ o -] 58,2 g de peso) y 41 machos (442.5 [+ o -] 10.6 mm de longitud total y 1153,7 [+ o -] 76,1 g de peso). En etapa de maduracion se recolectaron 101 reproductores (45 hembras y 56 machos), en etapa de desove 32 reproductores (17 hembras y 15 machos), en etapa de posdesove 20 reproductores (11 hembras y 9 machos) y en etapa de reposo 85 reproductores (75 hembras y 10 machos).

Los datos de temperatura del agua y fotoperiodo del area de muestreo se ilustran en las Figuras 1 a 4 (media [+ o -] desviacion estandar).

Indices somaticos

En los indices IGS, IHS e IGV se determinaron cambios significativos (P < 0,05) a lo largo del ciclo reproductivo en ambos sexos, observandose una relacion directa entre el IGS y el IHS (coeficiente de correlacion [r.sub.xy] = 0,299; P = 0,002) y una relacion inversa del IGV respecto al IGS (coeficiente de [r.sub.xy] = -0,612; P < 0,0001) y el IHS ([r.sub.xy] = -0,252; P = 0,009), es decir, mientras que el IGS y IHS alcanzaron sus mayores porcentajes durante las etapa de desove, los del IGV fueron los mas menores. En cambio, durante la etapa de reposo tanto el IGS como el IHS se redujeron significativamente, mientras que los de IGV se incrementaron hasta alcanzar sus mayores porcentajes (Tabla 1). Con respecto a K, solo se observaron cambios significativos (P < 0,05) en los machos, alcanzando su mayor valor durante la etapa de reposo. No se observaron correlaciones significativas (P < 0,05) entre K con los demas indices (Fig. 1).

Parametros bioquimicos (proteinas, trigliceridos y colesterol)

Se observaron variaciones significativas (P < 0,05) en la mayoria de los parametros bioquimicos medidos en todos los tejidos (Figs. 2-4), encontrandose generalmente los valores mas altos durante la etapa de desove, mientras que los mas bajos se determinaron durante la etapa de reposo, siendo unicamente los machos los que no presentaron cambios significativos (P > 0,05) en la cantidad de proteinas y trigliceridos en gonada y plasma y en la cantidad de colesterol en plasma.

Ademas, se observo que la mayoria de los parametros bioquimicos medidos en los diferentes tejidos se correlacionaron significativamente (P < 0,05) entre si. Se determino que el contenido de proteinas en plasma se relaciono de manera inversa con todos los demas (Tablas 2-4).

Correlaciones entre los indices somaticos y la temperatura y fotoperiodo

Respecto a la relacion entre los parametros fisicos, temperatura del agua ([grados]C) y fotoperiodo (horas luz), no se encontro una correlacion significativa (P > 0,05) entre la temperatura y K, entre la temperatura y el IHS mientras que si se observo correlacion directa significativa (P < 0,05) entre la temperatura y el IGS ([r.sub.xy] = 0,285; P = 0,003), e inversa significativa (P < 0,05) entre la temperatura del agua y el IGV ([r.sub.xy] = 0,497; P < 0,0001) (Tabla 5).

[FIGURA 1 OMITIR]

Por su parte, el fotoperiodo se correlaciono significativamente (P < 0,05) con todos los indices estimados. La correlacion fue inversa con respecto a K ([r.sub.xy] = -0,204; P = 0,037) e IGV ([r.sub.xy] = -0,473; P < 0,0001). Mientras que con respecto al IGS ([r.sub.xy] = 0,486; P < 0,0001) y al IHS ([r.sub.xy] = 0,394; P < 0,0001) la correlacion fue positiva (Tabla 5).

Correlaciones entre los parametros bioquimicos y la temperatura y fotoperiodo

Todos los parametros bioquimicos presentaron una correlacion positiva significativa con el fotoperiodo (P < 0,05), a excepcion del contenido de proteinas en el plasma (Tabla 6); esto concuerda con los resultados obtenidos, ya que conforme se incrementa el numero de horas luz en el ano, se observa un aumento en la cantidad de proteinas trigliceridos y colesterol en los diferentes tejidos analizados (Figs. 2-4). Con respecto a la temperatura del agua, no se observaron correlaciones significativas (P > 0,05) entre este factor y la mayoria de los parametros bioquimicos obtenidos (Tabla 6).

[FIGURA 2 OMITIR]

DISCUSION

El proceso reproductivo en general, implica cambios energeticos y bioquimicos considerables en los diferentes organos y tejidos de los peces teleosteos (Fernandez-Palacios & Izquierdo, 2009). En este caso, tanto K como el IGV funcionan como indicadores de la cantidad de energia disponible en los peces para realizar sus funciones vitales (Lambert & Dutil, 1997). Sin embargo, en este estudio no se observaron variaciones significativas en K, debido a que los reproductores de cabrilla sardinera asi como los de otras especies de serranidos y peces tropicales, en general, no dejan de alimentarse aun durante las etapas de maduracion y desove (Volpato & Trajano, 2005; Aburto-Oropeza et al., 2008; Chandrasekhara & Krishnan, 2011). A diferencia de lo anterior, en los peces de aguas templadas y frias como los salmonidos, los reproductores dejan de alimentarse cuando se encuentran en el periodo reproductivo, utilizando las reservas energeticas acumuladas tanto la grasa visceral como en el musculo para sus funciones vitales, reflejandose en la disminucion de K (Barnham & Baxter, 1998; Bureau, et al., 2002).

[FIGURA 3 OMITIR]

[FIGURA 4 OMITIR]

En este mismo sentido y debido a que la cabrilla sardinera no deja de alimentarse durante el periodo de mayor actividad reproductiva, el contenido de proteinas, trigliceridos y colesterol en el musculo de los reproductores de cabrilla sardinera, en lugar de disminuir, se incrementa de manera significativa, principalmente durante la etapa de desove. Asi mismo, las variaciones en el IGV se deben a que la mayoria de las fuentes de energia provenientes del alimento se destinan a la formacion de gametos y al crecimiento de las gonadas. Por esta razon, el contenido de trigliceridos en el plasma registrado, se mantiene alto durante la etapa de desove y el porcentaje de IGV es el mas bajo observado durante el ciclo reproductivo, en cambio, hacia las etapas de posdesove y reposo se observa una disminucion de los trigliceridos en el plasma y un incremento significativo en el IGV, ya que es cuando los trigliceridos se acumulan en los depositos subcutaneos de grasa (grasa visceral).

A su vez, se observo una correlacion positiva entre el IGS e IHS, presentandose los porcentajes mas altos durante las epocas de maduracion y desove, lo cual coincide con los resultados encontrados en otras especies de serranidos como Epinephelus merra (Nakamura et al., 2007) y E. diacanthus (Chandrasekhara & Krishnan, 2011), asi como en otras especies como Mugil cephalus (Gopalakrishnan, 1991) y Diplodus puntazzo (Hernandez et al., 2003), donde se registro que ambos indices se incrementan conforme avanza la maduracion de las gonadas. El aumento del IHS en los reproductores de cabrilla sardinera durante las epocas de maduracion y desove se debe principalmente a la constante sintesis de proteinas y acumulacion de trigliceridos y colesterol en el higado, las que posteriormente formaran parte de la vitelogenina que sera enviada a la gonada para la formacion del vitelo y la gota lipidica de los huevos en las hembras (Wiegand, 1996; Hyllner et al., 2001; Lubzens et al., 2010), esto se refleja tambien en el incremento del tamano de las gonadas lo cual incrementa el IGS y la correlacion positiva entre ambos indices.

Por otro lado, se sabe que las condiciones ambientales juegan un papel importante en la regulacion de la reproduccion en diferentes animales, incluyendo los peces (Chaudhuri, 1997; Munoz-Cueto, 2009). Con respecto a los resultados obtenidos en reproductores silvestres de cabrilla sardinera, se puede observar que tanto el IGS como el IHS, asi como los parametros bioquimicos obtenidos en los diferentes tejidos analizados se relacionan de manera directa significativa con el fotoperiodo, es decir, se van incrementando conforme aumenta el numero de horas luz, mientras que K e IGV se relacionan de manera inversa con este factor, coincidiendo con lo expuesto anteriormente en cuanto a las variaciones en IGV. Se ha demostrado ampliamente que los cambios anuales en el fotoperiodo son los responsables del inicio de la maduracion gonadica, activando el eje reproductivo endocrino de los peces con la consecuente utilizacion de recursos energeticos por parte de los tejidos reproductivos; en cambio la temperatura es un factor de sincronizacion que indica si las condiciones son apropiadas para la reproduccion e induce la maduracion final de los gametos y el desove (Carrillo et al., 1989; Munro, 1990; Huber & Bengtson, 1999; Falcon et al., 2003; Mitra et al., 2006), lo anterior explica el hecho que el IGS se correlacione directamente con los cambios de temperatura registrados a lo largo del periodo de estudio, mientras que IGV se correlaciona con esta de manera inversa.

En conclusion, el fotoperiodo es un factor relevante que promueve la maduracion gonadica y el desove en los reproductores silvestres de cabrilla sardinera, con la consecuente variacion en la composicion bioquimica.

DOI: 103856/vol42-issue1-fulltext-6

REFERENCIAS

Aburto-Oropeza, O., B. Erisman, C. Valdez-Omelas & G. Danemann. 2008. Serranidos de importancia comercial del Golfo de California: ecologia, pesquerias y conservacion. Ciene. Conserv., 1: 1-23.

Allen, G.R. & D.R. Robertson. 1998. Peces del Pacifico Oriental Tropical. P-111. CONABIO, Agrupacion Sierra Madre y CEMEX. Mexico, 327 pp.

Barnham, C. & A. Baxter. 1998. Condition factor, K, for salmonid fish. Fish. Notes, 3 pp.

Bromage, N., M. Porter & C. Randall. 2001. The environmental regulation of maturation in farmed finfish with special reference to the role of photoperiod and melatonin. Aquaculture, 197: 63-98.

Bureau, D.P., S.J. Kaushik & C. Young-Cho. 2002. Bioenergetics. In: J.E. Halver & R.W. Hardy (eds.). Fish nutrition. Academic Press, Amsterdam, pp. 1-59.

Carrillo, M., N. Bromage, S. Zanuy, R. Serrano & F. Prat. 1989. The effect of modifications in photoperiod on spawning time, ovarian development and egg quality in the sea bass (Dicentrarchus labrax L.). Aquaculture, 81: 351-365.

Chandrasekhara, R.A. & L. Krishnan. 2011. Biochemical composition and changes in biological indices associated with maturation of the ovary in the spiny cheek grouper Epinephelus diacanthus (Valenciennes, 1828). Indian J. Fish., 58(2): 45-52.

Chaudhuri, H. 1997. Environmental regulation of gonadal maturation and spawning in fishes. In: S.K Maitra (ed). Frontiers in environmental and metabolic endocrinology. University of Burdwan, Burdwan, pp. 91-100.

Diaz-Uribe, J.G., J.F. Elorduy-Garay & M.T. Gonzalez-Valdovinos. 2001. Age and growth of the leopard grouper, Mycteroperca rosacea, in the southern Gulf of California, Mexico. Pac. Sci., 55: 171-182.

Estrada-Godinez, J.A., M. Maldonado-Garcia, V. Gracia-Lopez & M. Carrillo. 2011. Reproductive cycle of the leopard grouper, Mycteroperca rosacea (Streets) in Bahia de La Paz, Mexico. Cienc. Mar., 37(4): 425-441.

Fernandez-Palacios, H. & M.S. Izquierdo. 2009. Efecto de la dieta de los reproductores sobre la puesta. In: M. Carrillo (ed.). La reproduccion en los peces: aspectos basicos y su aplicacion en la acuicultura. Fundacion OESA, Madrid, pp. 337-380.

Falcon, J., L. Besseau & G. Boeuf. 2003. Daily and annual physiological and behavioral rhythms in fish: implications for the domestication of bluefin tuna. In: C.R. Bridges, H. Gordin & A. Garcia (eds.). Domestication of the bluefin tuna Thunnus thynnus thynnus. CIHEAM-IAMZ Zaragoza, pp. 61-63.

Gopalakrishnan, A. 1991. Studies on some aspects of the reproductive physiology of the female grey mullet, Mugil cephalus (L). Tesis de Doctorado. Cochin University of Science and Technology, Cochin, 214 pp.

Heemstra, P.C. & J.E. Randall. 1993. Groupers of the world (Family Serranidae, Subfamily Epinephelinae). An annotated and illustrated catalogue of the grouper, rockcod, hind, coral grouper and lyretail species known to date. FAO Fisheries Synopsis, 125(16): 382 pp.

Hernandez, M.D., M.A. Egea, F.M. Rueda, F.J. Martinez & G.B. Garcia. 2003. Seasonal condition and body composition changes in sharpsnout seabream (Diplodus puntazzo) raised in captivity. Aquaculture, 220: 569-580.

Huber, M. & D.A. Bengtson. 1999. Effects of photoperiod and temperature on the regulation of the onset of maturation in the estuarine fish Menidia beryllina (Cope) (Atherinidae). J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 240(2): 285-302.

Hyllner, S.J., L. Westerlund, P.E. Olson & A. Schopen. 2001. Cloning of rainbow trout egg envelope proteins members of a unique group of structural proteins. Biol. Reprod., 64: 805-811.

Lambert, Y. & J.D. Dutil. 1997. Can simple condition indices be used to monitor and quantify seasonal changes in the energy reserves of Atlantic cod (Gadus morhua)? Can. J. Fish Aquat. Sci., 54: 104-112.

Lubzens, E., G. Young, J. Bobe & J. Cerda. 2010. Oogenesis in teleosts: how eggs are formed. Gen. Comp. Endocr., 165(3): 367-389.

Mitra, S.K., M. Seth & A. Chattoraj. 2006. Photoperiod, pineal photoreceptors and melatonin as the signal of photoperiod in the regulation of reproduction in fish. J. Endocrinol. Reprod., 10(2): 73-87.

Munro, A.D. 1990. General introduction. In: A.D. Munro, A.P. Scott & T.J. Lam (eds.). Reproductive seasonality in teleosts: environmental influences. CRC Press, Boca Raton, pp. 1-12.

Munos-Cueto, J.A. 2009. Cerebro y reproduccion en peces: bases neurales y neuroendocrinas. In: M. Carrillo (ed.). La reproduccion en los peces: aspectos basicos y su aplicacion en la acuicultura. Fundacion OESA, Madrid, pp. 25-75.

Nakamura, M., M.A. Alam, Y. Kobayashi & R.K. Bhandari. 2007. Role of sex hormones in sex change of grouper. Fish. Physiol. Biochem. (Special Issue): 23-27.

Pankhurst, N.W. & M. Porter. 2003. Cold and dark or warm and light: variations on the theme of environmental control of reproduction. Fish Physiol. Biochem., 28: 385-389.

Racotta, I.S. & R. Hernandez-Herrera. 2000. Metabolic responses of the white shrimp, Penaeus vannamei, to ambient ammonia. Comp. Biochem. Physiol., 125: 437-443.

Valpato, G.L. & E. Trajano. 2005. Biological rhythms. In: A.L. Val, E.M.F. de Almeida-Val & D. Randall (eds.). The physiology of tropical fishes. Academic Press, Amsterdam, pp. 101-153.

Wiegand, M.D. 1996. Composition, accumulation and utilization of yolk lipids in teleost fish. Rev. Fish. Biol. Fish., 6: 259-286.

Received: 22 April 2013; Accepted: 7 December 2013

Jose Antonio Estrada-Godinez (1), Minerva Maldonado-Garcia (2), Vicente Gracia-Lopez (2) Manuel Carrillo (3), Rene Rebollar-Prudente (2) & Milton Spanopoulos-Zarco (2)

(1) Facultad de Ciencias del Mar, Universidad Autonoma de Sinaloa Ciudad Universitaria s/n, 80040 Culiacan Rosales, Sinaloa, Mazatlan, Mexico

(2) Centro de Investigaciones Biologicas del Noroeste, Mar Bermejo No. 195 Col. Playa Palo de Santa Rita, 23090, La Paz, Baja California Sur, Mexico

(3) Instituto de Acuicultura de Torre de la Sal, Cabanes s/n, Castellon, E-12595, Espana

Corresponding author: Minerva Maldonado-Garcia (minervam04@cibnor.mx)
Tabla 1. Coeficiente de correlacion entre los diferentes
indices somaticos estimados en reproductores silvestres
de M. rosacea. * Significa una correlacion significativa
(P < 0,05). K: factor de condicion, IGS: indice
gonadosomatico, IHS: indice hepatosomatico,
IGV: indice de grasa visceral.

                IGS                     IHS

       Coeficiente      P      Coeficiente        P
      de correlacion    t     de correlacion

K         -0,06        0,47       -0,112        0,177
IGS                               0,299        <0,002 *
IHS

                IGV

       Coeficiente         P
      de correlacion

K         -0,014         0,866
IGS       -0,612       <0,0001 *
IHS       -0,252        0,009 *

Tabla 2. Coeficiente de correlacion entre el contenido de
proteinas en higado, gonada, musculo y plasma con respecto a
los demas parametros bioquimicos determinados en reproductores
silvestres de M. rosacea. * Significa correlacion
significativa (P < 0,05).

                                Proteinas-gonada

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,519              <0,0001 *
Proteinas-gonada
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado              0,215              0,0428 *
Trigliceridos-gonada
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 0,176                0,983
Colesterol-gonada
Colesterol-musculo

                                 Proteinas-musculo

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,634              <0,0001 *
Proteinas-gonada                  0,497              <0,0001 *
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado              0,267              0,0116 *
Trigliceridos-gonada               0,32              0,0022 *
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 0,258              0,0146 *
Colesterol-gonada                 0,411              <0,0001 *
Colesterol-musculo

                                 Proteinas-plasma

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  -0,592             <0,0001 *
Proteinas-gonada                  -0,268              0,0112 *
Proteinas-musculo                 -0,365             0,000444 *
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado              -0,576             <0,0001 *
Trigliceridos-gonada              -0,326              0,0018 *
Trigliceridos-musculo             -0,35              <0,0001 *
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 -0,617             <0,0001 *
Colesterol-gonada                 -0,508             <0,0001 *
Colesterol-musculo                -0,544             <0,0001 *

Tabla 3. Coeficiente de correlacion entre el contenido de
trigliceridos en higado, gonada, musculo y plasma con respecto
a los demas parametros bioquimicos determinados en
reproductores silvestres deM. rosacea. * Significa una
correlacion significativa (P < 0,05).

                                Trigliceridos-higado

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,528              <0,0001 *
Proteinas-gonada
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado
Trigliceridos-gonada
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado
Colesterol-gonada
Colesterol-musculo

                                  Trigliceridos-gonada

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,335              0,00135 *
Proteinas-gonada                  0,454              <0,0001 *
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado              0,552              <0,0001 *
Trigliceridos-gonada
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 0.526              <0,0001 *
Colesterol-gonada
Colesterol-musculo

                                 Trigliceridos-musculo

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,394              0,000132 *
Proteinas-gonada                  0,0748               0,486
Proteinas-musculo                 0,179                0,0941
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado              0,456              <0,0001 *
Trigliceridos-gonada              0,415              <0,0001 *
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 0,459              <0,0001 *
Colesterol-gonada                 0,488              <0,0001 *
Colesterol-musculo

                               Trigliceridos-plasma

                        Coeficiente de correlacion       P

Proteinas-higado                  0,436              <0,0001 *
Proteinas-gonada                  0,368              0,00039 *
Proteinas-musculo                 0,112                0,297
Proteinas-plasma                  -0,461             <0,0001 *
Trigliceridos-higado               0,67              <0,0001 *
Trigliceridos-gonada              0,557              <0,0001 *
Trigliceridos-musculo             0,585              <0,0001 *
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado                 0,617              <0,0001 *
Colesterol-gonada                 0,487              <0,0001 *
Colesterol-musculo                0,699              <0,0001 *

Tabla 4. Coeficiente de correlacion entre el contenido
de colesterol en higado, gonada, musculo y plasma con
respecto a los demas parametros bioquimicos determinados
en reproductores silvestres de M. rosacea. * Significa
una correlacion significativa (P < 0,05).

                          Colesterol-higado

                        Coeficiente de       P
                         correlacion

Proteinas-higado            0,511        <0,0001 *
Proteinas-gonada
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado        0,709        <0,0001 *
Trigliceridos-gonada
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado
Colesterol-gonada
Colesterol-musculo

                          Colesterol-gonada

                        Coeficiente de       P
                         correlacion

Proteinas-higado            0,533        <0,0001 *
Proteinas-gonada            0,305        0,00364 *
Proteinas-musculo
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado        0,661        <0,0001 *
Trigliceridos-gonada        0,621        <0,0001 *
Trigliceridos-musculo
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado           0,674        <0,0001 *
Colesterol-gonada
Colesterol-musculo

                           Colesterol-musculo

                        Coeficiente de       P
                         correlacion

Proteinas-higado            0,411        <0,0001 *
Proteinas-gonada             0,29        0,0058 *
Proteinas-musculo           0,129          0,229
Proteinas-plasma
Trigliceridos-higado        0,578        <0,0001 *
Trigliceridos-gonada        0,398        0,00011 *
Trigliceridos-musculo       0,448        <0,0001 *
Trigliceridos-plasma
Colesterol-higado           0,704        <0,0001 *
Colesterol-gonada           0,453        <0,0001 *
Colesterol-musculo

                         Colesterol-plasma

                        Coeficiente de       P
                         correlacion

Proteinas-higado            0,163          0,126
Proteinas-gonada           -0,0145         0,893
Proteinas-musculo           0,022          0,838
Proteinas-plasma            -0,351       0,000754 *
Trigliceridos-higado        0,392        0,000145 *
Trigliceridos-gonada        0,0208         0,847
Trigliceridos-musculo        0,31        0,00315 *
Trigliceridos-plasma        0,389        0,000167 *
Colesterol-higado           0,369        0,000371 *
Colesterol-gonada           0,304        0,00376 *
Colesterol-musculo          0,395        0,000127 *

Tabla 5. Coeficiente de correlacion entre la temperatura
y el fotoperiodo con los indices somaticos registrados en
reproductores silvestres de M. rosacea. * Significa una
correlacion significativa (P < 0,05). (K): factor de
condicion, (IGS): indice gonadosomatico, (IHS): indice
hepatosomatico, (IGV): indice de grasa visceral.

                   Coeficiente de       P
                    correlacion

Temperatura--K         -0,183         0,062
Temperatura--IGS       0,285         0,003 *
Temperatura--IHS       0,034          0,729
Temperatura--IGV       -0,497       <0,0001 *
Fotoperiodo--K         -0,204        0,037 *
Fotoperiodo--IGS       0,486        <0,0001 *
Fotoperiodo--IHS       0,394        <0,0001 *
Fotoperiodo--IGV       -0,473       <0,0001 *

Tabla 6. Coeficiente de correlacion entre la temperatura
y el fotoperiodo con los parametros bioquimicos medidos
en diferentes tejidos de reproductores silvestres de
M. rosacea. * Significa una correlacion significativa
(P < 0,05).

                       Higado

                Coeficiente de       P
                 correlacion

Temperatura
Proteinas           -0,291        0,003 *
Trigliceridos       -0,022         0,825
Colesterol          -0,170         0,083

Fotoperiodo
Proteinas           0,423        <0,0001 *
Trigliceridos       0,620        <0,0001 *
Colesterol          0,618        <0,0001 *

                       Gonada

                Coeficiente de       P
                 correlacion

Temperatura
Proteinas           0,037          0,710
Trigliceridos       -0,174         0,075
Colesterol          -0,074         0,415

Fotoperiodo
Proteinas           0,2540        0,009 *
Trigliceridos       0,199         0,042 *
Colesterol          0,618        <0,0001 *

                       Musculo

                Coeficiente de       P
                 correlacion

Temperatura
Proteinas           -0,137         0,162
Trigliceridos       -0,268        0,006 *
Colesterol          0,005          0,956

Fotoperiodo
Proteinas           0,223         0,022 *
Trigliceridos       0,297         0,002 *
Colesterol          0,458        <0,0001 *

                        Plasma

                Coeficiente de       P
                 correlacion

Temperatura
Proteinas           0,162          0,099
Trigliceridos       -0,038         0,701
Colesterol          0,124          0,207

Fotoperiodo
Proteinas           -0,452       <0,0001 *
Trigliceridos       0,446        <0,0001 *
Colesterol          0,476        <0,0001 *
COPYRIGHT 2014 Pontificia Universidad Catolica de Valparaiso, Escuela de Ciencias del Mar
No portion of this article can be reproduced without the express written permission from the copyright holder.
Copyright 2014 Gale, Cengage Learning. All rights reserved.

Article Details
Printer friendly Cite/link Email Feedback
Author:Estrada-Godinez, Jose Antonio; Maldonado-Garcia, Minerva; Gracia-Lopez, Vicente; Carrillo, Manuel; R
Publication:Latin American Journal of Aquatic Research
Date:Mar 1, 2014
Words:4978
Previous Article:Distribucion y fuentes de fitoesteroles en sedimentos costeros y de rios del centro-sur de Chile.
Next Article:Caracterizacion de la flora cultivable y la respuesta inmune en larvas con saco vitelino del halibut del Atlantico (Hippoglossus hippoglossus L.) con...
Topics:

Terms of use | Privacy policy | Copyright © 2020 Farlex, Inc. | Feedback | For webmasters