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Cuantificacion de sapogeninas del jugo fresco y fermentado de fique (Furcraea gigantea) mediante Cromatografia Liquida de Alta Resolucion (HPLC-PDA).

Sapogenins Quantification of Fresh and Fermented Juice of Fique (Furcraea gigantean) by High-Performance Liquid Chromatography (HPLC-PDA)

INTRODUCCION

El fique (Furcraea spp.) es una planta perteneciente a la familia Agavaceae de la cual se obtiene una fibra con la que se elaboran empaques naturales, cordeles, sogas, geotextiles y artesanias, entre otros. En Colombia el area cultivada es superior a las 23.000 hectareas, con una produccion aproximada de 18.750 toneladas de fibra de fique al ano, la cual representa unicamente el 4% del peso de la hoja; el restante 96% (aproximadamente 450.000 t [a.sup.-1]) son desechos industriales (70% jugo y 26% bagazo), que son arrojados sin ningun tratamiento a suelos y fuentes hidricas en zonas rurales (MADR & MAVDT, 2006). Estos residuos, en especial el jugo de fique, constituyen un desecho altamente contaminante y toxico para los peces y los organismos acuaticos, debido a su contenido de azucares y otros compuestos como saponinas y alcaloides (Martinez y Caicedo, 2002). Los productores de fique en Colombia constituyen un sector que vive bajo la linea de pobreza por lo que la obtencion de productos con alto valor agregado a partir de los residuos del beneficio de la planta podria significar una mejora sustantiva en sus condiciones economicas.

Mientras en Colombia las pencas de fique son empleadas para la produccion de fibras naturales, en paises como Mexico se emplean las cabezas de las Agavaceas para la produccion de mezcal (Duran y Pulido, 2007). El jugo hidrolizado de las pencas de Agave tequilana presenta un importante contenido de azucares fermentables, por lo cual ha sido estudiado en la produccion de bioetanol como alternativa para el aprovechamiento integral del cultivo (Montanez et al., 2011).

Las saponinas son moleculas de estructuras diversas denominadas quimicamente como triterpenos y glicosidos esteroidales que consisten en agliconas no polares unidas con una o mas fracciones de monosacaridos (Oleszek y Bilaly, 2006); esta combinacion de elementos polares y no polares explican su comportamiento como jabon en soluciones acuosas. Debido a sus propiedades como agente espumante las saponinas son utilizadas en la industria cosmetica y farmaceutica (San Martin and Briones, 1999). La mayoria de las sapogeninas exhiben actividades farmacologicas, lo que las ha convertido en objeto de estudio para el desarrollo de nuevos medicamentos (Augustin et al., 2011), entre tales actividades se encuentran efectos antiinflamatorios (Sun et al., 2010; Tapondjou et al., 2008) anticancerogenicos (Musende et al., 2009; Man et al., 2010), antibacteriales, antifungicos y antivirales (De Leo et al., 2006; Saleem et al., 2010; Voleman et al., 2010; Rattanathongkom et al., 2009). Fundamentalmente las sapogeninas se han constituido desde hace bastante tiempo como precorsores unicos de mochos medicamentos esteroides tales como hormonas sexuales (Hostettmann and Marston, 1995). Las sapogeninas son consideradas como una alternativa de excelentes posibilidades comerciales y de industrializacion debido a su alto precio en el mercado el cual puede variar de acuerdo a su nivel de pureza desde 6 hasta 142 dolares por gramo de producto (MADR & MAVDT, 2006).

La familia Agavaceae es conocida por ser fuente importante de saponinas esteroidales. Blunden et al., (1980) estudiaron extractos de hojas de 7 especies de agave y 1 especie de Furcraea, en todas ellas la hecogenina y tigogenina fueron las principales sapogeninas aisladas. Recientemente, Yokosuka y Mimaki (2009) aislaron 15 saponinas esteroidales a partir de Agave utahensis.

El analisis de sapogeninas mediante HPLC con detectores tipo UV es un proceso complejo, ya que las sapogeninas son moleculas con baja absorbancia lo que dificulta su deteccion; por lo tanto se hace necesario su derivatizacion, es asi como Higgins (1976), derivatizo la hecogenina de una agavacea empleando cloruro de benzoilo y obtuvo un cromoforo posible de analizar. En el caso de no realizar la derivatizacion, es viable utilizar otro tipo de detectores. De esta forma Sitton et al., (1982) analizaron sapogeninas de agave utilizando un detector de Indice de Refraccion (IR) o bien, Oleszek y Bilaly (2006) caracterizaron sapogeninas con detector ELSD. Eskander et al., (2010) emplearon cromatografia liquida en fase reversa para la separacion de las fracciones de saponinas de las hojas de Agave macroacantha y aislaron un nuevo compuesto ademas de 3 conocidos, en los cuales, la aglicona resulto ser hecogenina.

Hasta el momento no se han encontrado publicaciones sobre el analisis de sapogeninas procedentes del jugo de fique (Furcraea gigantea) fermentado a diferente tiempo, razon por la cual el objetivo de este trabajo consistio en determinar la presencia de las sapogeninas hecogenina y tigogenina en este producto utilizando HPLC con detector de arreglo de diodos (PDA).

MATERIALES Y METODOS

Material vegetal

Se recolectaron hojas de Furcraea gigantea de aproximadamente 15 anos de edad, procedentes de la zuna rural del municipio de El Tambo, Departamento de Narino (suroccidente de Colombia). Las hojas fueron cortadas al amanecer, se eliminaron sus espinas y se transportaron a la Planta Piloto de la Facultad de Ingenieria Agroindustrial de la Universidad de Narino. El tiempo transcurrido entre el corte y el inicio del proceso de extraccion del jugo fue de 3 horas. La identificacion taxonomica de la planta fue realizada en el Herbario de la Universidad de Narino.

Reactivos y solventes

Para el proceso de hidrolisis se utilizo HCl (Merck) al 37%, para la extraccion liquido-liquido se oso CH[Cl.sub.3] absoluto (Merck, Alemania), la cristalizacion se hizo con MeOH absoluto grado HPLC (Fisher, USA), para las filtraciones se oso papel filtro cualitativo y cuantitativo (Boeco, Alemania). En la fase movil cromatografica se empleo [H.sub.2]O grado HPLC (Fisher, USA) y MeCN grado HPLC (Fisher, USA).

Los estandares de sapogeninas utilizados fueron acido oleanolico al 98% y acetato de hecogenina al 90% marca Sigma (Sigma Aldrich, USA).

Obtencion y acondicionamiento de las muestras de jugo de fique

Se obtuvo el jugo fresco exprimiendo las hojas de F. gigantea en un molino de rodillos de 2,5 HP de potencia (Zutta Hnos, Pasto, Colombia). El liquido obtenido se filtro mediante un tamiz con malla de 2 [mm.sup.2] recolectando una primera muestra de 2 L, la cual se sometio a liofilizacion en un equipo marca Labconco modelo FreeZone 2.5 (Labconco Corporation, Kansas Vity, Missoori, USA), a una presion de 0,6 mm Hg con temperatura escalonada de -35 a 20[grados]C durante 48 h. Se recogio una segunda muestra de jugo del mismo vulomen en un recipiente de acero inoxidable, la cual se sometio a tratamiento termico de 65[grados]C por 30 min con ayuda de una placa de calefaccion, con el fin de evitar el inicio del proceso de fermentacion. Posteriormente esta muestra se deshidrato hasta peso constante en un secador de bandejas (FIQ Ltda, Bogota, Colombia) con un flojo de aire de 300 [m.sup.3] [h.sup.-1] a temperatura de 40[grados]C. Otras muestras de jugo fresco se sometieron a fermentacion aerobia por accion de la flora natural presente en el jugo a temperatura 33[grados]C, durante dos, cuatro y seis dias. En un estudio paralelo a esta investigacion realizado en la Universidad de Narino y cuyos resultados aun no se han publicado, se identifico la microbiota presente en el jugo de fique, encontrandose 25 aislados de bacterias y 22 de levaduras, de los cuales mediante perfiles bioquimicos se lograron identificar 14 cepas de bacterias del genero Bacillus y una del genero Brevibacillus, asi como tambien 13 cepas de levaduras de los generos Rhodotolura y Candida.

Al cabo de cada tiempo de fermentacion se recolectaron 2 litros de muestra que se pasteurizo y seco en las mismas condiciones que la muestra fresca. Posteriormente, las muestras secas se molieron en mortero y se almacenaron a temperatura ambiente.

Extraccion de saponinas

A partir de las muestras liofilizadas de jugo fresco y las muestras secas del jugo fermentado a diferentes tiempos, se extrajeron las saponinas con base en el metodo propuesto por Gnoatto (2005), empleando agua grado HPLC en relacion de 1,5:20 m/v muestra: solvente. El extracto acuoso de saponinas fue filtrado en papel filtro cualitativo.

Obtencion de sapogeninas

El filtrado del extracto acuoso de saponinas se agito en contacto con HCl concentrado (1,5 mL de HCl por cada 10 mL de filtrado). La mezcla se sometio a reflojo durante 4 horas. Se extrajeron las sapogeninas con cloroformo en relacion 1:2 respecto al hidrolizado. Se evaporo el extracto cloroformico y el residuo obtenido correspondio al crudo de sapogeninas. Se determino la eficiencia de la hidrolisis, con base en la masa del extracto acuoso y la masa de sapogeninas crudas. La purificacion de sapogeninas se realizo por cristalizacion segun la metodologia seguida por Sharapin (2000), con algunas modificaciones; se disolvio el residuo de crudo de sapogeninas en metanol caliente empleando ultrasonido durante 15 minutos, se adiciono carbon activado y se filtro con papel filtro cuantitativo, se elimino el metanol del filtrado y el residuo obtenido correspondio a la muestra de sapogeninas cristalizadas.

Identificacion de sapogeninas por GC-MS

Se utilizo un cromatografo de gases Agilent VG 7890A FID/MSD 5975C equipado con sistema de inyeccion aotomatica de liquidos, puerto de inyeccion capilar split splitless, sistema de deteccion MSD (Mass Selective Detector) de alta sensibilidad y especificidad operando en modo SVAN (40 -700 uma). El instrumento se sintonizo en modo automatico (atune), al inicio y durante el desarrollo de los analisis. Se utilizo una columna capilar DB5-MS de 30 m x 250 [micron] x 0,25 [micron]m, las temperaturas del inyector y del detector fueron 280 y 300[grados]C, respectivamente. Se empleo una rampa de temperatura de 1 min a 160[grados]C, 15 min a 290[grados]C con un incremento de 9[grados]C por min. Vomo fase movil se utilizo helio a 1 mL [min.sup.-1].

Se tomaron 1,2 mg de sapogeninas cristalizadas y se disolvieron en 1000 [micron]L de cloroformo grado HPLC, se adicionaron 50 [micron]L en un inserto que se coloco en un vial ambar de encapsulamiento. Se realizo una secuencia de analisis con inyeccion automatica por duplicado. Los eventos de integracion de la senal de cada analito se optimizaron y se mantuvieron para evitar la perdida de exactitud y precision.

Cuantificacion de sapogeninas por HPLC-PDA

Una vez identificadas las sapogeninas, se procedio a la acetilacion de hecogenina segun el metodo de Bjarte (1976), mientras que para el analisis de tigogenina no se realizo acetilacion. Ambas muestras se disolvieron en acetonitrilo grado HPLC mediante sonicacion en un equipo de ultrasonido (Fisher) durante 15 minutos. La solucion se filtro con acrodisk de 0,45 [micron]m y se inyecto en el equipo HPLC (Cromatografo Breeze 2 Waters con bomba binaria 1525 y Detector PDA 2998 operado con el software Empower 2,0 (Waters, USA)).

Para el analisis por HPLC-PDA, se utilizo una columna Waters spherisorb V8 (100 mm, 4,6 mm d.i., 5 [micron]m), fase movil acetonitrilo:agua (60:40) en modo isocratico a un flujo de 0.75 mL [min.sup.-1].

Se realizaron inyecciones de la fase movil, del diluente del estandar y de las muestra para verificar que no hubiera interferencia por parte de estos en el tiempo de retencion del estandar, luego se inyecto cada estandar y se hizo un barrido de 200 a 400 nm para identificar su maxima absorbancia. Se hicieron cinco inyecciones del estandar para determinar la repetibilidad del tiempo de retencion y el area de pico, este ultimo fue el parametro de cuantificacion utilizado en esta investigacion.

Curva de calibracion

La cuantificacion de sapogeninas del jugo de fique se realizo mediante el metodo de estandar externo utilizando como estandares el acido oleanolico al 98% y acetato de hecogenina al 90% de pureza (Sigma Aldrich).

Para la corva de calibracion se preparo una solucion madre de 1000 ppm de cada estandar, a partir de la cual se obtuvieron diluciones de acido oleanolico a 20, 60, 80, 100 y 120 ppm y de acetato de hecogenina a 10, 20, 40, 60 y 100 ppm. De estas, se hicieron dos inyecciones que se leyeron a 203 nm y 235 nm, respectivamente. Los parametros para verificar la confiabilidad del metodo fueron: [R.sup.2], %RSD, resolucion, factor de selectividad, asi como los limites de deteccion y cuantificacion.

La resolucion y factor de selectividad, se calcularon mediante las ecuaciones 1 y 2 de Skoog, Holler & Nieman, (2000):

[??] = ([t.sub.R])B - [t.sub.M]/([t.sub.R])A - [t.sub.M] (1)

[R.sub.s] = [[??]2[([t.sub.R])[??].sub.B] - [([t.sub.R]).sub.A]]/[W.sub.A] + [W.sub.B] (2)

RESULTADOS Y DISCUSION

La eficiencia de la hidrolisis acida fue del 87,22%. De 4,5 g de jugo de fique liofilizado se obtovieron 0,195 g de crudo de sapogeninas, a partir de las cuales se logro obtener 4,1 mg de sapogeninas purificadas, para un rendimiento de 0,091% p/p.

Identificacion de sapogeninas por GC-MS

Se identificaron dos sapogeninas mayoritarias la hecogenina y tigogenina, con porcentajes de area relativa del 51,4% y 46,1%, respectivamente como se presenta en la Tabla 1.

Cuantificacion de sapogeninas por HPLC-PDA.

Del barrido para los estandares se encontro que la maxima absorbancia del acido oleanolico es a 203 nm y del acetato de hecogenina a 235 nm. Para las muestras se encontraron 2 picos uno a 235 nm y el segundo a 203 nm.

Los [R.sup.2] obtenidos para los estandares utilizados fueron de 0,9979 para acido oleanolico y 0,9984 para acetato de hecogenina, con porcentajes de desviacion estandar (%RSD) de las cinco inyecciones inferiores a 1, tanto para el tiempo de retencion como para el area de pico. Tambien los %RSD fueron menores a 1 para las muestras analizadas, lo que demuestra la confiabilidad estadistica de los resultados obtenidos (tabla 2).

El tiempo muerto fue de 4,22 min, de aqui el factor de selectividad resultante fue de 0,94 y la resolucion de 1,77, esta ultima se encuentra por encima de 1,5 lo que significa que hay una separacion completa de los dos analitos.

El estandar de acido oleanolico presento un limite de deteccion de 1 ppm como traza y el limite de cuantificacion fue de 3 ppm a 203 nm. Para el acetato de hecogenina los limites de deteccion y cuantificacion fueron de 4 ppm y 8 ppm respectivamente a 235 nm.

Los analisis por HPLC-PDA permitieron observar los dos picos mayoritarios de sapogeninas con porcentajes en peso similares a las encontradas por GC-MS. En este sentido se cuantificaron 192 ppm de sapogeninas que correspondieron a 101,5 ppm de hecogenina (52,8 % en peso) a una longitud de onda de 235 nm y 90,5 ppm de tigogenina (47,2 % en peso) a 203 nm.

Los resultados obtenidos para las muestras de jugo de fique fresco y con diferentes tiempos de fermentacion se presentan en la tabla 3.

No se encontraron estudios recientes con informacion sobre la concentracion de hecogenina y tigogenina en especies de agavaceas, ya que actualmente las investigaciones estan mas enfocadas al descubrimiento de nuevas moleculas de saponinas y a su elucidacion estructural. Blunden et al. (1978) estudiaron 34 especies y un cultivar de agave, 1 especie de Beschorneria, 1 especie de Dorianthes y 3 especies de Furcraea, entre ellas F. gigantea, encontrando en esta ultima, concentraciones de hecogenina y tigogenina de 0,33 y 0,20 (% peso seco) respectivamente. Los porcentajes en peso seco mas altos encontrados en nuestro estudio fueron de 0,063 para hecogenina y 0,035 para tigogenina, con respecto al jugo, el cual representa el 70% de la hoja, debido al interes de valorizar dicho residuo a traves de la extraccion de estas sustancias, lo cual podria explicar la diferencia de concentracion en sapogeninas en relacion a la investigacion de Blunden et al. (1978) quienes obtuvieron el extracto a partir de hojas secas y polverizadas. Es muy factible que el contenido de hecogenina y tigogenina en la hoja de fique sea mocho mas alto, ya que se ha observado que los residuos solidos (bagazo) en contacto con agua generan espuma estable, lo que es indicativo de la presencia de saponinas.

De acuerdo a los resultados anteriores se observa que el jugo de fique presenta mayor contenido de hecogenina en comparacion con el de tigogenina, incluso durante el proceso fermentativo. La relacion de hecogenina/tigogenina en el jugo fresco es en promedio 6,8/3,2; sin embargo, esta relacion disminuye en promedio a 6,4/3,6 durante la fermentacion; lo que da a entender que este proceso favorece la produccion de tigogenina. En la actualidad, la hecogenina presenta mayor oso que la tigogenina, sin embargo un gramo de esta ultima puede tener un valor hasta 100 veces mayor que el de hecogenina en el mercado farmaceutico, debido a que es un insumo de alta actividad biologica y especificidad (MADR & MAVDT, 2006). De hecho, un estudio reciente indica que la hecogenina y tigogenina, inducen apoptosis en artritis reumatoide humana, sin embargo, este efecto fue mocho mas pronunciado con tigogenina (Liagre et al., 2007). Por otro lado, la tigogenina es precursor en la sintesis de un compuesto que actua como inhibidor del cancer de prostata (Merlani et al., 2007).

Tambien se observa que en el jugo de fique se incrementa el contenido de hecogenina y tigogenina desde su estado fresco hasta los 4 dias de fermentacion, presentando posteriormente un decremento a los 6 dias de fermentacion.

Biosinteticamente, las saponinas ya sean esteroidales o terpenoides, se obtienen a partir de la via de los isoprenoides. Todos los terpenoides se derivan de la condensacion de 3-isopentenil pirofosfato (IPP) y dimetilalil pirofostafo (DMAPP). Los cuales a su vez se derivan de la condensacion de acetil-Co-A. La reaccion de condensacion de IPP y DMAPP produce geranil pirofosfato (GPP) con 10 atomos de carbono, el cual al unirse con otra unidad de IPP, da origen al farnesil pirofosfato (FPP). Dos unidades de FPP dan lugar al escualeno (C30), cuya subsecuente epoxigenacion genera 2,3-oxidoescualeno (C30), el cual es un precursor comun de saponinas triterpenoides, fitoesteroles y saponinas esteroidales. Los pasos para la biosintesis de las saponinas esteroidales no han sido bien elucidados, sin embargo se presume que su precursor inmediato es el colesterol (Augustin et al., 2011).

Se considera que las saponinas y las enzimas involucradas en su biosintesis hacen parte del sistema defensivo de las plantas (Kohara et al., 2005). Aunque las saponinas son moleculas prudocidas constitutivamente, su concentracion puede aumentar como respuesta a un estimolo externo realizado a sus extractos, tal como quedo demostrado en el trabajo de Lo et al. (2001), en el cual, la concentracion de saponinas aumento cuando el extracto fue sometido a estimulo con levaduras, acido oligogalacturonico o con metil jasmonato. Lo anterior podria explicar en parte el aumento de concentracion de hecogenina y tigogenina del jugo de fique desde el tiempo cero hasta los 4 dias de fermentacion. Por otro lado la accion de los microorganismos durante el proceso de fermentacion del jugo podria tambien explicar los resultados encontrados, ya que la hidrolisis de las saponinas inicialmente presentes en el jugo produciria un aumento de la cantidad detectada de hecogenina y tigogenina, pero al agotarse el sustrato mas facilmente aprovechable empezaria a presentarse una ruptora o transformacion de las sapogeninas, lo que produciria una disminucion en su concentracion despues del coarto dia de fermentacion. De hecho, es conocido que el grupo ceto en el anillo V, de la hecogenina, puede ser trasladado a la posicion V-11 por metodos quimicos o microbiologicos, presentandose una posterior degradacion del anillo F, para finalmente, obtenerse hidrocortisuna (Osorio, 2009).

CONCLUSIONES

Se identificaron como hecogenina y tigogenina las sapogeninas mayoritarias presentes en el jugo de fique fresco y fermentado, de la especie Furcraea gigantea proveniente del municipio de El Tambo (Narino-Colombia).

El mayor contenido de hecogenina y tigogenina se encuentra en el jugo de F. gigantea, coando este es sometido a fermentacion aerobia controlada de cuatro dias, en presencia de la flora natural del jugo; por lo cual es recomendable este proceso para la produccion de sapogeninas, en especial cuando se busca favorecer la generacion de tigogenina.

El jugo de F. gigantea es una interesante materia prima para la obtencion de sapogeninas aprovechables en el campo de la farmacologia, teniendo en cuenta que este constituye un residuo que representa el 70% de la hoja y cuyo volumen de produccion en Colombia sopera las 450.000 t [a.sup.-1].

NOMENCLATURA

[R.sub.S] : Resolucion de la columna cromatografica

[alfa] : Factor de selectividad de la columna cromatografica

[([t.sub.R]).sub.A] y [([t.sub.R]).sub.B] : Tiempo de retencion de los analitos A y B (sapogeninas)

[W.sub.A] y [W.sub.B] : Ancho de pico cromatografico para los analitos A y B (sapogeninas)

doi: 10.4067/S0718-07642012000300009

AGRADECIMIENTOS

Los autores expresan sus agradecimientos al Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural de Colombia y al Sistema de Investigaciones de la Universidad de Narino, por el financiamiento de esta investigacion.

REFERENCIAS

Augustin, J., Kuzina, V., Andersen, S., Bak, S., Molecular activities, biosynthesis and evolution of triterpenoids saponins, Phytochemistry: 72, 435-457 (2011).

Barbosa, E. S. Evaluacion de la calidad del jugo de fique en la obtencion de hecogenina y analisis fitoquimico del extracto heptanico del jugo hidrolizado de Furcraea macrophylla, variedad Negra Comun. Tesis de Titolacion, Departamento de Quimica, Universidad Nacional de Colombia Sede Bogota, Colombia (2002).

Bjarte, Loken, Separation of hecogenin-tigogenin mixtures, US 3935194, clases 435, 465, jan 27 (1976).

Blunden, G., Yi, Y., Jewers, K., Steroidal sapogenins from leaves of Agaveae species, Phytochemistry: 17, 1923-1925 (1978).

Blunden, G., Varabot, A., Jewers, K., Steroidal sapogenins from leaves of some species of agave and furcraea, Phytochemistry: 19, 2489-2490 (1980).

Coleman, J.J., Okoli, I., Tegos, G.P., Holson, E.B., Wagner, F.F., Hamblin, M.R., Mylonakis, E., Characterization of plant-derived saponin natural products against Candida albicans. ACS Chem. Biol.: 5, 321-332 (2010).

De Leo, M., De Tommasi, N., Sanogo, R., D'Angelo, V., Germano, M.P., Bisignano, G., Braca, A., Triterpenoid saponins from Pteleopsis suberosa stem bark, Phytochemistry: 67, 2623-2629 (2006).

Duran, H. y Pulido, J., Analisis de la molienda en el proceso de elaboracion de mezcal, Informacion Tecnologica: 18 (1), 47-52 (2007).

Eskander, J., Lavaud, V., Harakat, D., Steroidal saponins from leaves of Agave macroacantha, Fitoterapia: 81, 371-374 (2010).

Gnoatto, S., Schenkel, E., Bassani, V., HPLC method to assay total saponins in Ilex paraguariensis aqueous extract, J. Braz. Chem. Soc.: 16 (4), 723-726 (2005).

Higgins, J., A high performance liquid chromatographic analysis of the benzoate esters of sapogenins isolated from Agave, J. Chrom.: (121): 329-334 (1976).

Hostettmann, K. and Marston, A., Saponins: Chemistry and Pharmacology of Natural Products, Cambridge University Press, Cambridge, UK (1995).

Kohara, A., Nakajima, V., Hashimoto, K., Ikenaga, T., Tanaka, H., Shoyama, Y., Yoshida, S., Moranaka, T., A novel glucosyltransferase involved in steroid saponin biosynthesis in Solanum aculeatissimum, Plant Molecolar Biology: 57(2), 225-239 (2005).

Liagre, B., Vergne, P., Leger, D., Beneytout, J., Inhibition of human rheumatoid arthritis synovial cell survival by hecogenin and tigogenin is associated with increased apoptosis, p38 mitogen-activated protein kinase activity and upregulation of cyclooxygenase-2, International Journal of Molecular Medicine: 20, 451-460 (2007).

Lu, M., Wong, H., Teng, W., Effects of elicitation on the production of saponin in cell culture of Panax ginseng, Plants Cell Reports: 20(7), 674-677 (2001).

Man, S., Gao, W., Zhang, Y., Huang, L., Liu, V., Chemical study and medical application of saponins as anti-cancer agents, Fitoterapia: 81, 703-714 (2010).

Martinez, A., y Caicedo, T., Bioensayos de toxicidad de jugo de fique en peces en el municipio de El Tambo (Narino), Tesis de titulacion, Dpto. Biologia, Universidad El Bosque, Bogota (2002).

Merlani, M., Amiranashvili, L., Menshova, N., Kemertelidze, E., Synthesis of 5[alfa]-androstan-3/[beta], 17[beta]-diol from tigogenin, Vhemistry of Natural Compounds: 43 (1), 97-103 (2007).

Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural MADR y Ministerio de Ambiente, Vivienda y Desarrollo Territorial MAVDT. Guia Ambiental del Subsector Fiquero. Panamericana Formas e Impresos, Bogota. Ed. 2, pp. 6-13 (2006).

Montanez, J., Victoria, J., Flores, R., Vivar, M. Fermentacion de los fructanos del Agave tequilana Weber Azul por Zymomonas mobilis y Saccharomyces cerevisiae en la produccion de bioetanol. Informacion Tecnologica: 22 (6), 3-14, (2011).

Musende, A.G., Eberding, A., Wood, V., Adomat, H., Fazli, L., Hurtado-Coll, A., Jia, W., Bally, M.B., Guns, E.T., Pre-clinical evaluation of Rh2 in PC-3 human xenograft model for prostate cancer in vivo: formulation, pharmacokinetics, biodistribution and efficacy, Cancer Chemother. Pharmacol.: 64, 1085-1095 (2009).

Oleszek, W. and Bilaly, Z., Chromatographic determination of plant saponins--an update (2002-2005), J. Chrom.: 1112, 78-91 (2006).

Osorio, E., Aspectos basicos de farmacognosia, Primera edicion, pp 1-82, Ed. Universidad de Antioqoia, Medellin, Colombia (2009).

Rattanathongkom, A., Lee, J.B., Hayashi, K., Sripanidkulchai, B.-O., Kanchanapoom, T., Hayashi, T., Evaluation of Chikusetsusaponin IVa isolated from Alternanthera philoxeroides for its potency against viral replication. Planta Med.: 75, 829-835 (2009).

Saleem, M., Nazir, M., Ali, M.S., Hussain, H., Lee, Y.S., Riaz, N., Jabbar, A., Antimicrobial natural products: an update on future antibiotic drug candidates. Nat. Prod. Rep.: 27, 238-254 (2010).

San Martin, R., and Briones, R., Industrial uses and sustainable supply of Quillaja saponaria (Rosaceae) saponins, Econ. Bot.: 53, 302-311 (1999).

Sharapin, N., Sapogeninas esteroidales: materia prima para la fabricacion de hormonas esteroidales, En Fundamentos de tecnologia de productos fitoterapeuticos, Pinzon, R., pp 96-98 Cyted, Colombia (2000).

Sitton, D., Blunden, G., Cripps, A., Quantitative high-performance liquid chromatographic method for the estimation of hecogenina and tigogenin in the leaves and sapogenin concentrates of Agave sisalana, J. Chrom.: (245): 138-140 (1982).

Skoog, Holler, & Nieman. Principios de Analisis Intrumental. Quinta Edicion, Mc Graw Hill. (2000).

Sun, S.-X., Li, Y.-M., Fang, W.-R., Vheng, P., Liu, L., Li, F., Effect and mechanism of AR-6 in experimental rheumatoid arthritis, Clin. Exp. Med.: 10, 113-121 (2010).

Tapondjou, L.A., Ponou, K.B., Teponno, R.B., Mbiantcha, M., Djoukeng, J.D., Nguelefack, T.B., Watcho, P., Vadenas, A.G., Park, H.J., In vivo antiinflammatory effect of a new steroidal saponin, mannioside A, and its derivatives isolated from Dracaena mannii, Arch. Pharm. Res.: 31, 653-658 (2008).

Yokosuka, A., and Mimaki, Y., Steroidal saponins from the whole plants of Agave utahensis and their cytotoxic activity, Phytochemistry: 70, 807-815 (2009).

Olga L. Benavides, Oscar Arango, Andres M. Hurtado, Myriam C. Rojas

Universidad de Narino, Grupo de Investigacion Tecnologias Emergentes en Agroindustria (TEA), Facultad de Ingenieria Agroindustrial, Valle 18 Carrera 50, Ciudad Universitaria Torobajo, Pasto (Narino), Colombia (e-mail: olgalucia@odenar.edu.co).

Recibido Ago. 25, 2011; Aceptado Oct. 21, 2011; Version final recibida Dic. 21, 2011
Tabla 1: Identificacion de las senales cromatograficas
mayoritarias mediante GV-MS

Pico    TR (min)   Sostancia    % area relativa

1        21,592    Tigogenina       46,160
2        28,050    Hecogenina       51,440

Tabla 2: %RSD encontrados para area de pico y tiempo de
retencion para los estandares y las moestras de jogo

Estandar/moestra                      % area           Tiempo de
                                      relativa       retencion (min)

                                  235 nm   203 nm   235 nm    203 nm

Acetato de hecogenina             0,040      --      0,020      --

Acido oleanolico                    --     0,031      --       0,020

Jogo sin fermentar liofilizado    0,050    0,020     0,021     0,010

Jogo sin fermentar seco           0,028    0,050     0,031     0,042
(a 40[grados])

Jogo a 2 dias de fermentacion     0,040    0,100     0,200     0,110

Jogo a 4 dias de fermentacion     0,110    0,050     0,040     0,100

Jogo a 6 dias de fermentacion     0,040    0,100     0,050     0,280

Tabla 3: Vontenido de hecogenina y tigogenina en el
jogo de fiqoe a diferente tiempo de fermentacion

Tiempo de                  tigogenina     hecogenina
fermentacion del          (mg/kg jugo)   (mg/kg jugo)
jugo (dias)

0 (liofilizado)              3,297          7,196
0 (seco a 40[grados]C)       2,195          4,460
2                            11,436         20,950
4                            13,938         25,390
6                            6,274          10,714

Tiempo de                  tigogenina     hecogenina
fermentacion del          (%p/p) base    (%p/p) base
jugo (dias)               seca de jugo   seca de jugo

0 (liofilizado)              0,008          0,018
0 (seco a 40[grados]C)       0,006          0,011
2                            0,029          0,054
4                            0,035          0,063
6                            0,016          0,027
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Author:Benavides, Olga L.; Arango, Oscar; Hurtado, Andres M.; Rojas, Myriam C.
Publication:Informacion Tecnologica
Date:Jun 1, 2012
Words:5001
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