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Caracterizacion quimica y evaluacion de la actividad antifungica del aceite esencial foliar de Lippia alba contra Colletotrichum gloeosporioides.

Chemical characterization and evaluation of the antifungal activity of the Lippia alba essential oil against Colletotrichum gloeosporioides

Introduccion.

El hongo Ascomiceto Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc. (teleomorfo: Glomerella cingulata (Stoneman) Spauld. & H. Schrenk) es el agente causal de la antracnosis en diferentes plantas tropicales (Bussaman et al. 2012). Es un hongo facultativo, ya que puede vivir como saprofito o como patogeno en una planta (Nesher et al. 2011). Dentro del genero Colletotrichum se encuentran especies que causan importantes enfermedades en un amplio rango de plantas las cuales incluyen legumbres, cereales, verduras y frutos cultivables (Talhinhas et al. 2005). C. gloeosporioides afecta a los cultivos de mora (Rubus glaucus Benth.) (Rueda-Hernandez et al. 2013), aguacate (Persea americana Mill.) (Giblin et al. 2010, Guetsky et al. 2005), mango (Mangifera indica L.) (Giblin et al. 2010, Serra et al. 2011), name (Dioscorea spp.) (Raj et al. 2013, Abang et al. 2004), entre otros.

La implementacion de fungicidas para el control de enfermedades en los cultivos se ha convertido en una practica comun en muchos lugares del mundo (Chen et al. 2001), pero la exposicion a estos compuestos se les han atribuido efectos negativos en la salud como neurotoxicidad cronica y aguda, asi como la aparicion de varios tipos de cancer (Weisenburger 1993), sin mencionar los problemas medioambientales que ellos ocasionan. Para el control en campo de Colletotrichum spp. asi como otros hongos fitopatogenos, se suele emplear fungicidas de tipo benzimidazol como el Benomil; sin embargo el rapido desarrollo de cepas resistentes a este compuesto ha limitado su amplio uso (Nakaune & Nakano 2007). Por lo anterior, se hace necesario la implementacion de otro tipo de sustancias para combatir las enfermedades en los cultivos.

Muchos compuestos quimicos obtenidos de organismos vivos son empleados como agentes de proteccion de cultivos agricolas (Copping & Duke 2007), observandose el incremento en su uso en los ultimos anos (Sette-de-Souza et al. 2014, Copping & Duke 2007). Dentro de los productos naturales se encuentran los aceites esenciales, los cuales ejercen diferentes actividades biologicas, las cuales incluyen su potencial antibacteriano y antifungico (Anaruma et al. 2010). Los aceites esenciales de plantas representan una alternativa fitoterapeutica, porque actuan como pesticidas de riesgo reducido en el control integrado de enfermedades fungicas (Palhano et al. 2004).

Una de las plantas productoras de aceites esenciales corresponde a Lippia alba (Mill.) N.E. Br. ex Britton & P. Wilson. Esta planta es un arbusto perteneciente a la familia Verbenaceae originaria de los Andes (Chile-Peru), y se le puede encontrar en las regiones tropicales y subtropicales de Centro, Suramerica y las islas del Caribe (Manica-Cattani et al. 2009) y es ampliamente usada en las dos primeras zonas para diferentes propositos (Glamoclija et al. 2011). Su aceite esencial es producido principalmente en sus hojas a traves del metabolismo secundario de la planta (Blank et al. 2015).

Al aceite esencial de L. alba se le han atribuido propiedades antifungicas (Shukla et al. 2009, Geromini et al. 2015), antibacterianas (Veras et al. 2011, Lima et al. 2015), insecticidas (Shukla et al. 2011, Vera et al. 2014) y viricidas (Ocazionez et al. 2010, Meneses et al. 2009). Algunos autores han reportado la actividad antifungica contra C. gloeosporioides del aceite esencial de L. alba (Anaruma et al. 2010, Rozwalka et al. 2008) al igual que el de otras especies dentro del genero Lippia (Regnier et al. 2008, Regnier et al. 2010).

Por lo tanto, el objetivo de este estudio fue hacer una caracterizacion quimica del aceite esencial de L. alba y comprobar su actividad fungicida contra C. gloeosporioides para ser utilizado en un futuro como un fungicida biologico.

Materiales y metodos

Recoleccion y procesamiento del material vegetal.--Las

plantas de L. alba fueron recolectadas de forma manual en el mes de octubre-diciembre de 2014 en la Universidad de Sucre-Sede Puerta Roja ubicada en el Municipio de Sincelejo-Sucre-Colombia a los 9[degrees]18'55.193"N y 75[degrees]23'20.894"W.

La identificacion de esta planta fue realizada en el Herbario de la Universidad de Sucre y un ejemplar fue conservado bajo el registro Voucher N[degrees] 000830. Las muestras fueron conservadas en sacos de polietileno, y puestas en un lugar limpio y libre de humedad hasta su procesamiento (Arango et al. 2015). Luego se tomaron las hojas, se seleccionaron y se lavaron con agua de grifo; y finalmente fueron troceadas para someterlas al proceso de extraccion de sus aceites.

Obtencion del aceite esencial foliar.--Mediante el metodo de hidrodestilacion asistida por microondas (MWHD) se obtuvo el aceite esencial foliar de L. alba y para ello, se uso un equipo de hidrodestilacion con capacidad para 2 L (balon de destilacion). Se tomaron aproximadamente 300 g de material vegetal y fueron introducidos en el balon de extraccion junto con 250 mL de agua destilada. Como fuente de radiacion microondas se empleo un horno convencional (Panasonic ANE61424LO4G), y el material vegetal se sometio a un tiempo de extraccion de 30 minutos divididos en 3 ciclos de 10 minutos cada uno. El aceite esencial se recupero en un recipiente tipo Dean Stark, y se separo por decantacion e inmediatamente fue almacenado a 4 [grados]C en un vial ambar de 4 mL hasta su uso.

Caracterizacion quimica del aceite esencial.--Se efectuo mediante una Cromatografia de Gases acoplada a Espectrometria de Masa (GC/MS), utilizando un equipo de cromatografia de gases Agilent 6890N acoplado a un detector selectivo de masa Agilent 5973N. Los indices de Kovats se determinaron en una columna capilar ligeramente polar DB_5MS longitud de 30 m x320 pm x0.5 [micron]m. El gas de arrastre usado fue Helio con una presion de 0.27 psi y un promedio de velocidad de flujo de 40 cm/s. La temperatura inicial del horno fue de 150 [grados]C y la final de 350 [grados]C. La temperatura del inyector fue de 250 [grados]C y la del detector fue de 300 [grados]C. La identidad de los componentes se asigno por comparacion del espectro de masas obtenido experimentalmente para cada componente con los reportados en las bases de datos de NIST98.L, NIST02.L, NIST5a.L. y Demo.L.

Evaluacion in vitro de la actividad antifungica del aceite esencial foliar.--Esta se realizo utilizando una cepa de C. gloeosporioides, identificada y donada por la Universidad de los Andes sede Bogota, Colombia. Este aislado se activo en medio de cultivo papa dextrosa agar (PDA) durante 5 dias, y de alli se tomaron discos de la periferia del micelio (donde hay crecimiento activo del hongo) (Phoulivong et al. 2010) de aproximadamente 6 mm de diametro, los cuales fueron sembrados sobre la superficie del medio PDA enriquecido con cloranfenicol, ampicilina y rifampicina, para minimizar la contaminacion por bacterias en el medio. A estos inoculos se les adiciono directamente 30 [micro]L de aceite esencial de L. alba disuelta en acetona a 500, 1000, 3000 y 10000 ppm; se utilizo un control positivo con Benomil (1 g/L) y un testigo absoluto sin ningun tipo de tratamiento. Los ensayos se incubaron durante 8 dias a 30 [grados]C con un fotoperiodo de 12:12 horas (luz: oscuridad).

La actividad antifungica se evaluo midiendo el crecimiento radial de cada aislado con las diferentes concentraciones despues del dia octavo, usando un calibrador Vernier ([+ o -] 0.05 mm). El resultado se interpreto como porcentaje de indice antifungico:

% I.A= [1-([D.sub.a]/[D.sub.b])] x 100

Donde [D.sub.a] corresponde al crecimiento de cada tratamiento y [D.sub.b] al crecimiento del testigo absoluto (Guo et al., 2008). Para determinar la eficiencia del aceite, se resto el %I.A del control negativo (acetona) al %I.A de cada aceite esencial y se comparo con el control positivo.

Analisis estadistico.--Todos los analisis fueron realizados en el software R v3.2.0 (R Development Core Team 2008). Cada tratamiento se realizo por triplicado, bajo un diseno completamente al azar. Se empleo la prueba de Shapiro Wilk para verificar la normalidad de los datos, y luego se usaron test no parametricos como la prueba H de Kruskal Wallis y el Test post hoc de Bonferroni/Dunn para las diferencias entre las medianas de los tratamientos.

Resultados y discusion

Composicion quimica del aceite esencial de L. alba.--El componente mayoritario en el aceite esencial foliar de L. alba corresponde al Citral a concentracion entre 34.62% a 40.03%. Otro metabolito el cual no fue identificado obtuvo la segunda mayor concentracion (28.73%), seguido por el Acido Oleico + Acido (E)-Palmitoleico (5.28%) y Cariofileno (2.21%) (Tabla 1). Otros estudios han reportado a los isomeros del citral como componentes mayoritarios: Glamoclija et al. (2011) (geranial 50.94% y neral 33.32%), Lopez et al. (2011) (33% geranial y 25% neral), Mesa-Arango et al. (2009) (23.6% neral y 30.5% geranial), Shukla et al. (2009) (geranial 22.2%y neral 14.2%). Ademas del citral, tambien se han reportado otros metabolitos como los compuestos mayoritarios en el aceite esencial de L. alba: Carvona 51% (Meneses et al. 2009), Linnalol 76.30% (Anaruma et al. 2010), Carvona 25.3% (Mesa-Arango et al. 2009), Limoneno 43.6% (Senatore & Rigano 2001). Son muchos los factores que afectan la presencia y cantidad de los metabolitos presentes en estos aceites esenciales, entre los cuales incluyen: las variaciones fisiologicas, las condiciones ambientales, las variaciones geograficas, los factores geneticos y la evolucion, las condiciones sociales y politicas de la zona de muestreo; y, la cantidad de material vegetal/espacio y las necesidades de mano de obra (Figueiredo et al. 2008). El perfil cromatografico del aceite esencial de L. alba se puede observar en la Figura 1.

Evaluacion de la actividad antifungica contra C. gloeosporioides.--Se presento la mayor inhibicion en el tratamiento con el aceite esencial de L. alba a una concentracion de 10000 ppm (97.8%) seguido por la concentracion de 3000 ppm (18.13%), 500 ppm (13.07%) y por ultimo 1000 ppm (8.53%) (Fig. 2). Los efectos de la concentracion de 10000 ppm del aceite esencial de L. alba sobre C. gloeosporioides presento efectos similares con la actividad mostrada en el control positivo, Benomil (100%) (Fig. 3).

Los datos arrojados por el presente estudio mostraron anormalidad entre ellos (p<0.001), y con la prueba de Kruskal Wallis se demostro diferencia significativa entre las medianas de los tratamientos (p<0.05). Al comparar los tratamientos por parejas mediante la prueba de Bonferroni/Dunn (Tabla 2) solamente se encontraron diferencias significativas entre las medianas del control positivo (Benomil 1 g/L) con los tratamientos del aceite esencial a 500 y 3000 ppm, es decir, aquellos a 10000 y 3000 ppm estadisticamente son similares al control positivo.

Otros estudios han reportado la actividad del aceite esencial de L. alba contra C. gloeosporioides. Anaruma et al. (2010) reportaron una concentracion minima inhibitoria a 0.3 mg/mL y Rozwalka et al. (2008) un porcentaje de inhibicion del micelio entre 70.8%-15.7% desde el dia tercero al decimo. Para otras especies del genero Lippia se ha encontrado el potencial antifungico de sus aceites esenciales, por ejemplo, L. scaberrima a una concentracion de 2000 pL/L inhibio significativamente el crecimiento de C. gloeosporiodes (Regnier et al. 2010); y a 2400 [micron]L/L lo inhibio en un 100% (Regnier et al. 2008).

La actividad fungicida encontrada en el aceite esencial de L. alba puede deberse principalmente por la accion del componente mayoritario encontrado: el citral. Por lo general, la accion inhibitoria del citral, al igual que componentes relacionados como el citronelal (encontrado a una concentracion de 0.11%) y el a-pineno, se ve reflejado en la granulacion del citoplasma, ruptura de la membrana celular e inactivacion o inhibicion de la sintesis de enzimas intra y extracelulares (Garcia et al. 2008).

La efectividad a altas concentraciones del aceite esencial foliar de L. alba para inhibir el crecimiento de C. gloeosporioides podria atribuirse principalmente a la volatilizacion de los constituyentes de los aceites y/o inestabilidad en presencia de aire, la luz, el calor, la humedad y metales (Simoes & Spitzer 2000), lo cual modifica la atmosfera del interior de las cajas de Petri (Rozwalka et al. 2008).

Literatura citada

Abang M.M., P. Hoffmann, S. Winter, et al. 2004. Vegetative Compatibility Among Isolates of Colletotrichum gloeosporioides from Yam (Dioscorea spp.) in Nigeria. Journal of Phytopathology 152(1):21-27. http://dx.doi.org/10.1046/j.14390434.2003.00795.x

Anaruma N.D., F.L. Schmidt, M.C. Teixeira, et al. 2010. Control of Colletotrichum gloeosporioides (penz.) Sacc. In yellow passion fruit using Cymbopogon citratus essential oil. Brazilian Journal of Microbiology 41:66-73. http://dx.doi. org/10.1590/S1517-83822010000100012

Arango O., A.M. Hurtado, D. Pantoja, et al. 2015. Actividad inhibitoria del aceite esencial de Lippia origanoides H.B.K sobre el crecimiento de Phytophthora infestans. Acta Agronomica 64(2):116-124. http://dx.doi.org/10.15446/ acag.v64n2.42964

Blank A.F., L.C. Alves, M.D.F. Arrigoni-Blank, et al. 2015. Chemical Diversity in Lippia alba (Mill.) N. E. Brown Germplasm. The Scientific World Journal 2015:1-11. http://dx.doi. org/10.1155/2015/321924

Bussaman P., P. Namsena, P. Rattanasena, et al. 2012. Effect of crude leaf extracts on Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Sacc. Psyche 2012:1-6. http://doi.org/10.1155/2012/309046

Chen S.K., C.A. Edwards & S. Subler. 2001. Effects of the fungicides benomyl, captan and chlorothalonil on soil microbial activity and nitrogen dynamics in laboratory incubations. Soil Biology & Biochemistry 33:1971-1980. doi:10.1016/ S0038-0717(01)00131-6

Copping L.G. & S.O. Duke. 2007. Natural products that have been used commercially as crop protection agents. Pest Management Science 63(6):524-554. http://dx.doi.org/10.1002/ps.1378

Figueiredo A.C., J.G. Barroso, L.G. Pedro, et al. 2008. Factors affecting secondary metabolite production in plants: volatile components and essential oils. Flavour and fragrance journal 23:213-226. http://dx.doi.org/10.1002/ffj.1875

Garcia R., E.S.S. Alves, M.P. Santos, et al. 2008. Antimicrobial activity and potential use of monoterpenes as tropical fruits preservatives. Brazilian Journal of Microbiology 39(1):163-8. http:// doi.org/10.1590/S1517-838220080001000032

Geromini K.V.N., F.B. Roratto, F.G. Ferreira, et al. 2015. Fungicidal effect of Lippia alba essential oil on a white-rot fungus. Maderas. Ciencia y Tecnologia 17(1):29-38. http://doi. org/10.4067/S0718-221X2015005000003

Giblin F.R., L.M. Coates & J.A.G. Irwin. 2010. Pathogenic diversity of avocado and mango isolates of Colletotrichum gloeosporioides causing anthracnose and pepper spot in Australia. Australasian Plant Pathology 39(1):50-62. http://doi. org/10.1071/AP09055

Glamoclija J., M. Sokovic, V. Tesevic, G.A. Linde, et al. 2011. Chemical characterization of Lippia alba essential oil: an alternative to control green molds. Brazilian Journal of Microbiology 42:1537-1546. http://doi.org/10.1590/ S1517-838220110004000041

Guetsky R., I. Kobiler, X. Wang, et al. 2005. Metabolism of the Flavonoid Epicatechin by Laccase of Colletotrichum gloeosporioides and Its Effect on Pathogenicity on Avocado Fruits. Phytopathology 95(11):1341-1348. http://doi. org/10.1094/PHYT0-95-1341

Guo Z., R. Xing, S. Liu, et al. 2007. The influence of the cationic of quaternized chitosan on antifungal activity. International Journal of Food Microbiology, 118(2):214-217. http://doi. org/10.1016/j.ijfoodmicro.2007.07.003

Lima P.J., A.M. Lucchese, R. Gambari, et al. 2015. Essential oils and isolated compounds from Lippia alba leaves and flowers: Antimicrobial activity and osteoclast apoptosis. International Journal of Molecular Medicine 35:211-217. http://dx.doi. org/10.3892/ijmm.2014.1995

Lopez M.A., E.E. Stashenko & J.L. Fuentes. 2011. Chemical composition and antigenotoxic properties of Lippia alba essential oils. Genetics and Molecular Biology 34(3):479-488. http:// doi.org/10.1590/S1415-47572011005000030

Manica-Cattani M., J. Zacaria, G. Pauletti, et al. 2009. Genetic variation among South Brazilian accessions of Lippia alba Mill. (Verbenaceae) detected by ISSR and RAPD markers. Brazilian Journal of Biology 69(2):375-380. http://dx.doi. org/10.1590/S1519-69842009000200020

Meneses R., R.E. Ocazionez, J.R. Martinez, et al. 2009. Inhibitory effect of essential oils obtained from plants grown in Colombia on yellow fever virus replication in vitro. Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials 8(8):1-6. http:// doi.org/10.1186/1476-0711-8-8

Mesa-Arango A.C., J. Montiel-Ramos, B. Zapata, et al. 2009. Citral and carvone chemotypes from the essential oils of Colombian Lippia alba (Mill.) N.E. Brown: composition, cytotoxicity and antifungal activity. Memorias Do Instituto Oswaldo Cruz 104(6):878-884. http://dx.doi.org/10.1590/ S0074-02762009000600010

Nakaune R., & M. Nakano. 2007. Benomyl resistance of Colletotrichum acutatum is caused by enhanced expression of b-tubulin 1 gene regulated by putative leucine zipper protein CaBEN1. Fungal Genetics and Biology 44:324-1335. http://doi.org/10.1016Zj.fgb.2007.03.007

Nesher I., A. Minz, L. Kokkelink, et al. 2011. Regulation of pathogenic spore germination by cgrac1 in the fungal plant pathogen colletotrichum gloeosporioides. Eukaryotic Cell 10(8):1122-1130. http://doi.org/10.1128/EC.00321-10

Ocazionez R. E., R. Meneses, F.A. Torres, et al. 2010. Virucidal activity of Colombian Lippia essential oils on dengue virus replication in vitro. Memorias Do Instituto Oswaldo Cruz 105(3):304-309. http://dx.doi.org/10.1590/S007402762010000300010

Palhano F.L., T.T.B Vilches, R.B. Santos, et al. 2004. Inactivation of Colletotrichum gloeosporioides spores by high hydrostatic pressure combined with citral or lemongrass essential oil. International Journal of Food Microbiology 95(1): 61-66. http://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2004.02.002

Phoulivong S., L. Cai, H. Chen, et al. 2010. Colletotrichum gloeosporioides is not a common pathogen on tropical fruits. Fungal Diversity 44(1):33-43. http://doi.org/10.1007/ s13225-010-0046-0

R Development Core Team (2008). R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. ISBN 3-900051-07-0, URL http://www.R-project.org.

Raj M., V. Hegde, M.L. Jeeva, et al. 2013. Molecular diagnosis of Colletotrichum gloeosporioides causing Anthracnose/Dieback disease in Greater Yam (Dioscorea alata L.). Archives of Phytopathology and Plant Protection 46(8):927-936. http://doi.org/10.1080/03235408.2012.755336

Regnier T., S. Combrinck, W. du Plooy, et al. 2010. Evaluation of Lippia scaberrima essential oil and some pure terpenoid constituents as postharvest mycobiocides for avocado fruit. Postharvest Biology and Technology 57(3):176-182. http:// doi.org/10.1016/j.postharvbio.2010.03.010

Regnier T., W. du Plooy, S. Combrinck, et al. 2008. Fungitoxicity of Lippia scaberrima essential oil and selected terpenoid components on two mango postharvest spoilage pathogens. Postharvest Biology and Technology 48(2):254-258. http:// doi.org/10.1016/j.postharvbio.2007.10.011

Rozwalka L.C., M.L.R.Z. Da Costa, L.L. May de Mio, et al. 2008. Extratos, decoctos e oleos essenciais de plantas medicinais e aromaticas na inibicao de Glomerella cingulata e Colletotrichum gloeosporioides de frutos de goiaba. Ciencia Rural 82(2):301-307. http://dx.doi.org/10.1590/S010384782008000200001

Rueda-Hernandez K.R., A. Saldarriaga, G.E. Cadavid-Restrepo, et al. 2013. Differential Organ Distribution, Pathogenicity and Benomyl Sensitivity of Colletotrichum spp. from Blackberry Plants in Northern Colombia. Journal of Phytopathology 116(4):246-253. http://doi.org/10.1111/jph.12040

Senatore F. & D. Rigano. 2001. Essential oil of two Lippia spp. (Verbenaceae) growing wild in Guatemala. Flavour and Fragrance Journal 16:169-171. DOI: 10.1002/ffj.972

Serra I.M.R.D.S., M. Menezes, R.S.B. Coelho, et al. 2011. Molecular analysis in the differentiation of Colletotrichum gloeosporioides isolates from the cashew and mango trees. Brazilian Archives of Biology and Technology, 54(6):1099-1108. http://doi.org/10.1590/S1516-89132011000600004

Sette-de-Souza P.H., S.E. do Rego Carneiro, M.R. Macedo-Costa, et al. 2014. Antibacterial activity and phytochemical screening of extracts of Lippia alba (Mill). NE Brown. African Journal of Microbiology Research 8(29):2783-2787. http://doi. org/10.5897/AJMR2014.6791

Shukla R., A. Kumar, P. Singh & N. Kishore. 2009. Efficacy of Lippia alba (Mill.) N.E. Brown essential oil and its monoterpene aldehyde constituents against fungi isolated from some edible legume seeds and aflatoxin B1 production. International Journal of Food Microbiology 135(2):165-170. http://doi. org/10.1016/j.ijfoodmicro.2009.08.002

Shukla R., P. Singh, B. Prakash, et al. 2011. Efficacy of essential oils of Lippia alba (Mill.) N.E. Brown and Callistemon lanceolatus (Sm.) Sweet and their major constituents on mortality, oviposition and feeding behaviour of pulse beetle, Callosobruchus chinensis L. Journal of the Science of Food and Agriculture 91(12):2277-2283. DOI: 10.1002/jsfa.4453

Simoes C.M.O. & V. Spitzer. 2000. Oleos volateis. In: Simoes C.M.O. et al. Farmacognosia: da planta ao medicamento. Porto Alegre/Florianopolis: UFRGS/UFSC. Cap.18.

Talhinhas P., S. Sreenivasaprasad & H. Oliveira. 2005. Molecular and Phenotypic Analyses Reveal Association of Diverse. Applied and Environmental Microbioloy 71(6):2987-2998. http:// doi.org/10.1128/AEM.71.6.2987

Vera S.S., D.F. Zambrano, S.C. Mendez-Sanchez, et al. 2014. Essential oils with insecticidal activity against larvae of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). Parasitology Research 113(7):26472654. http://doi.org/10.1007/s00436-014-3917-6

Veras H.N.H., A.R. Campos, F.F.G. Rodrigues, et al. 2011. Enhancement of the antibiotic activity of erythromycin by volatile compounds of Lippia alba (Mill.) N.E. Brown against Staphylococcus aureus. Pharmacognosy Magazine 7(28):334-337. DOI: 10.4103/0973-1296.90415

Weisenburger D.D. 1993. Human health effects of agrichemical use. Human Pathology 24(6):571-576. http://doi. org/10.1016/0046-8177(93)90234-8

Alexander Perez Cordero *, Leonardo Chamorro Anaya y Deimer Vitola Romero

Universidad de Sucre, Laboratorio de Investigaciones Microbiologicas, Grupo de Investigacion Bioprospeccion Agropecuaria, Direccion postal: Carrera 28 #5-267 Sincelejo, Sucre-Colombia.

* Autor para correspondencia.

E-mail Alexander Perez: alexander.perez@unisucre.edu.co

E-mail Leonardo Chamorro Anaya: lema1906@hotmail.com

E-mail Deimer Vitola Romero: fitoquimicapn@gmail.com

doi: http://dx.doi.org/10.15381/rpb.v24i2.13499

Presentado: 25/07/2016

Aceptado: 20/02/2017

Publicado online: 20/07/2017

Leyenda: Figura 1. Cromatograma del aceite esencial foliar de Lippia alba. Se indican los tiempos de retencion del componente mayoritario y sus respectivos espectros de masa. RT: tiempo de retencion en minutos.

Leyenda: Figura 3. Inhibicion de Colletotrichum gloeosporioides por el aceite esencial foliar de Lippia alba. (A) Control negativo sin ningun tratamiento, (B) 3000 ppm, (C)10000 ppm, (D) Control positivo con Benomil 1 g/L.
Tabla 1. Composicion quimica del aceite esencial foliar de Lippia
alba.

Numero    Compuesto                             Tiempo de   % Area
de pico                                         retencion
                                                 (min.)

1         Dodecano                                5.969      0.12
2         N.D.                                    6.247      0.38
3         [alpha]-Felandreno                      6.596      0.08
4         Limoneno                                7.197      1.07
5         N.D.                                    7.701      0.11
6         Linalool                                9.058      0.63
7         N.D.                                    9.194      0.09
8         N.D.                                   10.267      0.28
9         Citronelal                             10.532      0.11
10        N.D.                                   10.826      0.88
11        N.D.                                   11.307      1.00
12        N.D.                                   13.479     28.73
13        Citral                                 14.429     34.62
14        Citral                                 14.482      5.41
15        Acetato de Geranio                     16.658      1.65
16        [beta]-Elemeno                         16.845      0.32
17        Cariofileno                            17.550      2.21
18        [alpha]-Guaieno                        17.828      0.46
19        [alpha]-Cariofileno+Acetato            18.377      0.70
            de Geranilo
20        [beta]-Cubebeno + (+)-Epi-biciclo      18.984      0.65
            sesqui-felandreno +
            [gamma]-Muuroleno
21        [delta]-Guaieno                        19.437      0.26
22        Butirato de Geranilo + Acetato         19.676      0.19
            de nerilo
23        N.D.                                   20.303      0.24
24        Oxido de Cariofileno +                 21.692      1.56
            2,8-P-Mentadieno
25        N.D.                                   22.358      0.35
26        Acido n-Hexadecanoico                  32.988      1.79
27        1-Octadeceno + 1-Hexadeceno            35.838      0.34
            + 1-Heptadecanol
28        Acido Oleico + Acido (E)-              38.319      5.28
            Palmitoleico
29        N.D.                                   46.501      0.34
30        N.D.                                    47.27      0.37
31        Acido Oleico, 3-hidroxipropil           51.69      1.29
            ester (Citrol A)
TOTAL                                                       91.51

Tabla 2. Prueba de Bonferroni-Dunn. Debajo de la diagonal se
muestran las diferencias de los rangos promedios de cada una de
las comparaciones y por encima los p-value. *: denota diferencia
significativa a un nivel [alpha]=0.05

                 500 ppm   1000 ppm   3000 ppm   10000 ppm   Benomil
                                                             1 g/L

500 ppm                    1.0000     1.0000     0.4000      0.0495 *
1000 ppm         0.5066               0.9860     0.1201      0.0102 *
3000 ppm         0.7830    1.2896                1.0000      0.3623
10000 ppm        1.7502    2.2568     0.9672                 1.0000
Benomil 1 g/L    2.5792    3.0858     1.7962     0.8290

Figura 2. Promedio del porcentaje de indice anti fungico
(%I.A.) de cada uno de los tratamientos.

500 ppm          13.07
1000 ppm          8.53
3000 ppm         18.13
10000 ppm        97.80
Benomil 1 g/L   100.00

Nota: Table derivada de barra leneal
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Title Annotation:NOTA CIENTIFICA
Author:Perez Cordero, Alexander; Chamorro Anaya, Leonardo; Vitola Romero, Deimer
Publication:Revista peruana de biologia
Date:Jul 1, 2017
Words:4259
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