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Bifidobacterias como indicadoras de contaminacion fecal en aguas tropicales.

Bifidobacteria as indicators of fecal pollution in tropical waters.

El consumo de agua contaminada es causa de aproximadamente 842 000 defunciones al ano, principalmente en los paises en desarrollo donde patologias como la disenteria y el parasitismo intestinal se asocian al inadecuado manejo de las fuentes de agua. Esto no solo sucede por deficiencias en los sistemas de higienizacion y potabilizacion del agua para consumo, sino por el vertimiento de aguas residuales no tratadas a fuentes hidricas superficiales que posteriormente se utilizan para actividades recreativas o agricolas (Levengood, Horman, Hanninen, & O'Brien, 2018). La presencia en una fuente de agua en permanente contacto con la comunidad de microorganismos de origen fecal genera un importante impacto para la salud publica, mas aun cuando la contaminacion fecal es de origen humano, ya que puede contener patogenos como los virus de la hepatitis A, enterovirus causantes de enfermedad diarreica, bacterias patogenas, formas parasitarias infectantes, entre otros (OMS, 2017). Los metodos tradicionales de cultivo para determinar la contaminacion fecal en cuerpos de agua y otras matrices como los recuentos de Coliformes Totales (CT), Coliformes Termo Tolerantes (CTT), entre otros utilizados comunmente, no permiten especificar si la contaminacion es de origen humano o animal, diferenciacion que haria posible mejorar el control sanitario y prevenir la trasmision de enfermedades especie-especificas a traves del agua (Rochelle, Nguyen, Le, Sengtaheuanghoung, & Ribolzi, 2015).

En las ultimas decadas se ha generado gran interes por la creacion de nuevos metodos para determinar contaminacion fecal humana, incluida la investigacion de sustancias quimicas y medicamentos exclusivos de uso humano (como la cafeina), o la presencia de virus entericos especie especificos (Waso, Ndlovu, Dobrowsky, & Khan, 2016; Subbarao, Chester, & Cooley, 2015; Hellmer, Stranddorf, Seidel, Aarestrup, & Schultz, 2017). Se han disenado numerosos marcadores geneticos bacteriales para la deteccion molecular de contaminacion fecal humana en aguas ambientales. Sin embargo, el uso extendido de estos marcadores se ha dificultado por falta de conocimiento en cuanto a su estabilidad y validez geografica, por ser disenados y probados de manera restrictiva en un pequeno numero de regiones bien caracterizadas (Mayer et al., 2018).

Determinar en cuerpos de agua, la presencia de especies de bifidobacterias que habitan de forma exclusiva el intestino humano, como Bifidobacterium adolescentis y B. dentium ha sido uno de los marcadores propuestos de contaminacion fecal humana mejor aceptados en los ultimos anos (Balleste, Bonjoch, Belanche, & Blanch, 2010; Casanovas, Gomez, Sanchez, & Belanche, 2015; Gomez-Donate, Balleste, Muniesa, & Blanch, 2012). Sin embargo, este marcador ha sido desarrollado y probado en regiones con temperaturas, condiciones biologicas y caracteristicas socio economicas diferentes de las que se presentan en las regiones tropicales. Hasta la fecha no existe evidencia de que, en ambientes tropicales, la presencia de estas especies de bifidobacterias pudiese ser un adecuado indicador de contaminacion fecal humana; destacando que en dichos ambientes predominan las altas temperaturas y humedad relativa elevada, asi como condiciones sanitarias precarias y la convivencia entre humanos y animales domesticos que favorecen la contaminacion cruzada.

En este estudio, realizado en un asentamiento humano aledano a un cuerpo de agua contaminado de la Region Caribe colombiana, se evaluo en agua y heces de humanos y animales la presencia de bifidobacterias como potenciales marcadores de contaminacion fecal humana. Se utilizo tecnicas moleculares como la PCR-DGGE (Electroforesis en gel con gradiente desnaturalizante).

MATERIALES Y METODOS

El lugar de muestreo corresponde a la Cienaga de Mesolandia, cuerpo de agua que forma parte del delta en la desembocadura del rio Magdalena al Mar Caribe en el norte de Colombia. Esta cienaga en el 2015 presentaba altos niveles de contaminacion microbiologica (Corporacion Autonoma Regional de Atlantico, 2011). La contaminacion proviene principalmente de las aguas vertidas de los municipios aledanos (Malambo y Soledad) y de asentamientos urbanos marginales a la orilla de la cienaga como el Barrio Mesolandia, con deficientes condiciones sanitarias. Se realizo un muestreo puntual para obtencion muestras fecales de humanos y animales, de acuerdo con los procedimientos establecidos por el Instituto de Hidrologia, Meteorologia y Estudios Ambientales (IDEAM, 2003) y del Instituto Nacional de Salud de Colombia (INS, 2011). La geoposicion (10[grados]53'30" N & 74[grados]45'53" W) corresponde aproximadamente a 3 m del costado oriental de la cienaga, en el area que limita con el barrio Mesolandia.

Los parametros fisicoquimicos in situ: pH, temperatura, conductividad, turbiedad, oxigeno disuelto y salinidad; fueron determinados utilizando el equipo Multiparametrico WTW Multi 3420 debidamente calibrado. La muestra (por duplicado) fue transportada a 5[grados]C al laboratorio de la Universidad Metropolitana para su procesamiento.

En el Barrio Mesolandia se recolectaron 260 muestras fecales humanas (muestreo simple con un margen de error del 6.0 % y nivel de confianza del 95 % en relacion con la poblacion del Barrio) y 94 muestras fecales de animales domesticos asi: 6 muestras provenientes de cerdo (Sus scrofa), 5 de gallo (Gallus gallus), 5 de gato (Felis silvestris), 4 de aves (Orden Paseriformes), y 74 de perro (Canis lupus). Las muestras de animales fueron recolectadas por los duenos o cuidadores a partir de deposiciones frescas, extrayendo solo el material de la parte superior sin tocar el suelo para evitar contaminacion. Las muestras fueron transportadas a 5[grados]C al laboratorio de la Universidad Metropolitana y almacenadas a -80[grados]C hasta su uso.

Analisis microbiologico del agua por metodos culturales: Se realizo el recuento de Coliformes Totales (CT) y Coliformes Termo Tolerantes (CTT), por la tecnica de tubos multiples que determina el numero mas probable de microorganismos en 100 ml de agua (NMP/100 ml) de acuerdo con los protocolos de la American Public Health Association (APHA) (Rice, Baird, Eaton, & Clesceri, 2017).

Extraccion de ADN bacteriano de agua y heces: De la muestra de agua, se centrifugaron 100 ml a 13 000 g durante 10 min, el sedimento se sometio a un tratamiento pre-lisis de 1 h a 37[grados]C en buffer salino fosfato 100 mM pH 7.0 adicionado con 1 mg/ml de lisozima, y posteriormente se extrajo el ADN (Kit NucleoSpin de Macherey Nagel). De cada muestra de heces de humanos y animales, 200 mg fueron diluidos en 2 ml del buffer salino fosfato con lisozima, centrifugados y utilizados para extraer el ADN bacteriano (Kit Isolate II Genomic ADN Kit de Bioline, USA). Todos los ADN fueron cuantificados por espectrofotometria midiendo la absorbancia a 260 nm.

Amplificacion por PCR de las especies del genero Bifidobacterium en agua y heces: 100 ng del ADN extraido del agua o heces fueron amplificados por PCR utilizando los cebadores especie especificos Bif164F (5-GGGTGGTAATGCCGGATG-3) y Bif662R-GC (5-CGC00GC0GCGCGCGGCGGGCGGGGCGGGG& CACGGGGGGCCACCGT TACACCGGGAA-3') que amplifican 523 pb del rADN 16S (Satokari, Vaughan, Akkermans, Saarela, & De Vos, 2001; Bonjoch, Balleste, & Blanch, 2004). La reaccion de PCR consistio en 3 min a 98[grados]C, 34 ciclos de 98[grados]C 30 s, 62[grados]C 30 s y 72[grados] C 1 min, con un ciclo final de 72[grados]C durante 5 min, utilizando la polimerasa Velocity de Bioline. Las reacciones de PCR se verificaron en geles de agarosa al 2 % utilizando Syber Green para visualizar el ADN amplificado.

DGGE de los amplificados por PCR: Se utilizaron geles de acrilamida al 8 % de tamano 16 x 17.5 cm con gradiente desnaturalizante de urea y formamida creciente en direccion a la electroforesis entre 30 a 50 % (100 % de desnaturalizacion corresponde a 7 M de Urea y 40 % de formamida) y utilizando el equipo Cleaver Cientific DGGE. Se realizo la electroforesis durante 6 h a 130 V constantes y una temperatura de 62[grados]C, en Buffer TAE 1X (TAE 50X: TRIS base 2 M, Acido acetico 1 M y EDTA pH 8.0 50 mM). Posteriormente los geles se colorearon durante 15 min en una solucion de Syber Green en Buffer TAE 0.5X y la fluorescencia producida fue registrada con el fotodocumentador ChemiDoc XRS+ System de BIO-RAD.

Identificacion de las especies de bifidobacterias presentes en el agua: Las bandas resultantes en DGGE de la muestra de agua, fueron cortadas y el ADN extraido (kit ISOLATE II PCR and Gel Kit de Bioline); re amplificado por PCR utilizando los cebadores Bif164F y Bif662R sin cola de guanina citosina (5'-CC ACCGTTACACCGGGAA-3') en las condiciones de PCR descritas previamente. La identidad de los aislamientos se realizo por secuenciacion de las dos cadenas de ADN amplificado (Metodo Sanger, en la empresa Corpogen Bogota-Colombia) y su posterior comparacion en la base de datos del Gen Bank utilizando el programa Blast. Los re-amplificados por PCR de las especies de bifidobacterias identificadas fueron utilizados como control en DGGE de las muestras fecales de humanos y animales.

Aspectos eticos de la investigacion: En cumplimiento al decreto 1376 del 21 de junio de 2013, que reglamenta la recoleccion de especimenes de la diversidad biologica con fines de investigacion cientifica, se solicito el permiso Auto No. 00000021 de 2015 ante la Corporacion Autonoma Regional del Atlantico (CRA). Las muestras humanas fecales fueron colectadas previa aprobacion del comite de etica y firma de consentimiento informado.

RESULTADOS

Analisis de la muestra de agua: Los parametros fisicoquimicos determinados directamente en el cuerpo de agua fueron los siguientes: pH 8.3; temperatura 31[grados]C; Oxigeno disuelto 10.13 mg/lt; Salinidad 1.3; Conductividad 2.5 ms/cm. Los resultados de los recuentos de CT y CTT fueron superiores a 160 000 NMP / 100 ml, superando los limites permitidos para actividades de contacto primario y secundario (Presidencia de la Republica de Colombia, 1984). El analisis por PCR-DGGE mostro un perfil de bandas que al ser re amplificadas y secuenciadas permitieron identificar ocho especies de bifidobacterias presentes en el agua (Tabla 1).

Analisis de muestras fecales de humanos y animales: La amplificacion por PCR de las especies del genero Bifidobacterium en las condiciones experimentales descritas, fue posible en el 31.54 % de las muestras fecales humanas y el 36.17 % de las muestras animales. En DGGE se observo que las ocho bandas correspondientes a las bifidobacterias identificadas en el agua de la cienaga estaban presentes en heces humanas (Fig. 1), siendo las bandas correspondientes a B. lactis y B. adolescentis las mas frecuentes en la poblacion con 19.23 % y 11.92 % respectivamente, B. dentium estuvo presente en el 4.61 % de las muestras humanas.

En animales, el porcentaje de positividad en la PCR fue variable de acuerdo con la especie: cerdo 50 % (n = 3), gallo 60 % (n = 3), gato 40 % (n = 2), pajaro 25 % (n = 1) y perro 33.78 % (n = 25). En DGGE (Fig. 2) las bandas correspondientes a B. lactis y B. pseudolongum fueron las mas frecuentes en perros. En cerdos y gatos la intensidad de las bandas en DGGE fue muy tenue, identificandose B. animalis en un cerdo; en aves se observo mas bandas de las muestras tomadas de pajaro (loro que habita en cautiverio) que de las muestras tomadas de gallos. Las especies de Bifidobacterias que se consideran habitantes exclusivos del intestino humano, como B. adolescentis y B. dentium, fueron encontradas en muestras fecales de animales, estando B. adolescentis en el 4.05 % de los perros (n = 3) y B. dentium en un pajaro. Todas las especies de bifidobacterias identificadas en el agua tambien estaban presentes en las muestras de humanos y al menos en una especie de animal.

DISCUSION

En la cienaga de Mesolandia se encontraron elevados niveles de contaminacion microbiologica mediante el recuento de CT y CTT, resultado coherente con lo reportado previamente por la Corporacion Autonoma Regional de Atlantico (2011). De manera que evidencia una problematica recurrente en este cuerpo de agua con implicaciones para la salud publica, mas aun cuando en sus alrededores existen asentamientos humanos en interaccion constante con el agua. En cuanto a los parametros fisicoquimicos encontrados en este estudio, mostraron ser similares a los reportados por la CRA y el Instituto de Investigaciones Marinas y Costeras (INVEMAR) (Garces-Ordonez, Vivas-Aguas, Martinez, Cordoba, Contreras, & Obando, 2016), los cuales se consideran compatibles con la conservacion de la vida en el ecosistema acuatico de la cienaga.

Ocho especies diferentes de bifidobacterias fueron identificadas mediante PCR-DGGE en el agua de la cienaga. Este hallazgo demuestra que, pese a las condiciones de temperatura, radiacion solar, alta presencia microbiana e incluso contaminacion quimica proveniente de empresas aledanas a la cienaga, es posible la identificacion de especies de bifidobacterias por los metodos moleculares descritos, demostrando una permanencia suficiente en el agua que permite su identificacion. Aunque el alcance de este estudio no permite evaluar el tiempo de permanencia de las bifidobacterias en el cuerpo de agua despues de su ingreso a traves de materias fecales, algunas especies de las bacterias identificadas en este estudio podrian servir como indicadores de contaminacion fecal. Al respecto hay que destacar que microorganismos como Escherichia coli y otros coliformes fecales comunmente usados para definir contaminacion fecal pueden ser muy susceptibles a factores medio ambientales, lo cual afecta su utilidad como indicador (Al-Gheethi, Ismail, Efaq, Bala, & Al-Amery, 2015; Burkhardt, Calci, Watkins, Rippey, & Chirtel, 2000). Por lo tanto, resultaria de gran interes plantear nuevos estudios que permitan comparar la susceptibilidad a factores ambientales de los indicadores tradicionales de contaminacion fecal con las bifidobacterias. Con el fin de evitar falsos negativos en la investigacion de contaminacion fecal en aguas tropicales, debido a la susceptibilidad de los microorganismos a las condiciones ambientales, algunos autores plantean el uso combinado de la identificacion de microorganismos con la evaluacion de sustancias como el coprosterol (Cabralab, StarkcHedda, Kolmb, & Martins, 2018).

Ademas de su resistencia a factores ambientales, las caracteristicas ideales que debe reunir un microorganismo para ser considerado un adecuado indicador de contaminacion fecal son: estar presente en el tracto intestinal, no proliferar en el ambiente, no ser patogeno y ser facilmente detectable por metodos relativamente economicos (Rochelle et al., 2015). Estas caracteristicas estan presentes en cepas especificas de bifidobacterias como son B. adolescentis y B. dentium, reconocidas como posibles indicadores de contaminacion fecal de origen humano en diferentes estudios (Casanovas et al., 2015; Balleste et al., 2010; Gomez et al., 2012). En este estudio algunas de dichas caracteristicas fueron ratificadas por el hallazgo de bifidobacterias en las muestras fecales y en el agua. Ademas, teniendo en cuenta que las bifidobacterias no son microorganismos facialmente cultivables, su identificacion por tecnicas moleculares (tecnologia ampliamente difundida actualmente) puede resultar rapida, confiable y relativamente economica.

Se conoce que las bifidobacterias son generalmente los primeros microorganismos que colonizan del intestino humano desde el nacimiento y que hacen parte importante de la microbiota intestinal hasta la edad adulta, con modificaciones en su poblacion asociadas a la dieta, la interaccion con otros microorganismos intestinales y bajo diversas condiciones ambientales (Flint, Duncan, & Louis, 2017). En este trabajo, llama la atencion que solo en el 31.54 % de las muestras fecales humanas fue posible la amplificacion por PCR con cebadores especificos para ese genero, lo que amerita plantear nuevos estudios que expliquen la baja frecuencia de bifidobacterias en la poblacion estudiada. Es posible que se requiera modificar las condiciones experimentales, ya que a pesar de que los cebadores utilizados en este estudio han sido empleados con exito por otros autores en la evaluacion de bifidobacterias en ecosistemas intestinales o ambientales complejos, no existen precedentes de su uso en las condiciones ambientales y poblacionales del Caribe Colombiano. Por otra parte, el tipo de dieta y condiciones sanitarias deficientes como las encontradas en la poblacion marginal estudiada, pueden ser razones que expliquen la baja frecuencia de bifidobacterias en las muestras fecales humanas, ya que la microbiota intestinal depende directamente de la calidad y cantidad de carbohidratos, proteinas y otros nutrientes de la dieta (Korpela, 2018). La presencia de B. adolescentis y B. dentium fue relativamente baja en las muestras humanas evaluadas, condicion poco favorable para un indicador de contaminacion fecal especifico.

Existen pocos estudios que evaluan la presencia de bifidobacterias en animales. Sin embargo, Gavini, Delcenserie, y Kopeinig (2006) aislaron bifidobacterias en 122 de 145 muestras de heces de animales domesticos: res (Bos taurus); cerdo (S. scrofa); oveja (Ovis orientalis); cabras (Capra aegagrus); caballos (Equus caballus); conejos (Oryctolagus cuniculus); pollos (G. gallus); gansos (Anser anser) y palomas (Columba livia) en granjas de Francia y en 92 de 955 animales en Austria (B. Taurus y S. scrofa), y encontraron que B. pseudolongum es la especie mas frecuente en animales. En un estudio reciente se encontro que en perros (C. lupus), B. animalis y B. pseudolongum son las especies de bifidobacterias mas encontradas, sugiriendo que cambios en la dieta pueden modificar la poblacion intestinal de estas (Sabbioni et al., 2016). En este trabajo, se incluyeron principalmente perros por ser la especie animal mas frecuente en el barrio marginal evaluado, tambien B. pseudolongum fue la especie de bifidobacteria mas encontrada en animales. Sin embargo, hay que destacar que las ocho bifidobacterias identificadas por PCRDGGE en el agua de la cienaga estuvieron presentes en las heces de por lo menos una de las muestras de animales evaluadas.

La contaminacion microbiologica de la Cienaga de Mesolandia con restos fecales de animales y humanos, indica la presencia de un importante numero de microorganismos en el agua, muchos de los cuales tienen potencial patogeno para los habitantes riverenos. Esto constituye ademas un problema de salud publica al ser un posible reservorio de diversos mecanismos de resistencia microbiana. Esta contaminacion que se evidencio por metodos culturales como el recuento de CT y CTT, fue corroborada mediante el hallazgo de secuencias especificas de bifidobacterias, lo cual permitio una aproximacion mas cercana al origen real de la contaminacion fecal, dada la presencia de dichas secuencias directamente en el agua y en las heces de humanos y animales. Estos resultados permiten proponer que la identificacion de secuencias especificas de bifidobacterias podria ser un metodo efectivo para determinar contaminacion fecal.

Los mecanismos de transferencia genica y de herencia epigenetica que ocurren en el complejo ecosistema intestinal permiten la adaptacion y constante cambio de las poblaciones microbianas (Turroni, Milani, Douwe, & Ventura, 2018). Bajo esta proposicion, microorganismos como B. adolescentis y B. dentium considerados habitantes exclusivos del intestino humano, se podrian adaptar tambien a condiciones ambientales intestinales de otros animales de sangre caliente, mas aun cuando la convivencia entre humanos y animales domesticos resulta muy cercana y en condiciones higienicas y ambientales que podrian favorecer la coprofagia de los animales. En este trabajo se encontro que el estudio de las bifidobacterias por metodos moleculares como PCR-DGGE en aguas superficiales contaminadas en regiones tropicales, permite identificar la contaminacion fecal, pero resulta poco confiable para discriminar si su origen es humano o animal. Se genera la necesidad de plantear nuevos estudios que permitan crear indicadores de contaminacion fecal que en ambientes tropicales contaminados permitan identificar de manera especifica la contaminacion fecal humana.

Declaracion de etica: los autores declaran que todos estan de acuerdo con esta publicacion y que han hecho aportes que justifican su autoria; que no hay conflicto de interes de ningun tipo; y que han cumplido con todos los requisitos y procedimientos eticos y legales pertinentes. Todas las fuentes de financiamiento se detallan plena y claramente en la seccion de agradecimientos. El respectivo documento legal firmado se encuentra en los archivos de la revista.

Recibido 15-XI-2018. Corregido 29-IV-2019. Aceptado 02-V-2019.

AGRADECIMIENTOS

A la Universidad Metropolitana y a los habitantes del barrio Mesolandia por su colaboracion y aportes a este trabajo de investigacion.

REFERENCES

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Luz Adriana Sarmiento-Rubiano, Yina Garcia-Toscano, Marianella Suarez-Marenco, Vanesa Ines Hoyos Solana & Jimmy E. Becerra *

Grupo de investigacion Alimentacion y Comportamiento Humano, Universidad Metropolitana de Barranquilla, Barranquilla-Atlantico Colombia. Calle 76 # 42-78; lusarru@hotmail.com, ginagarcia1007@hotmail.com, nellasuarez@hotmail.com, vane12hoyos@hotmail.com, jbecerra@unimetro.edu.co

* Correspondencia

Leyenda: Fig. 1. Perfiles de bandas en PCR-DGGE de las especies de Bifidobacterias presentes en muestras humanas fecales. C: Patron de bandas donde 1: Bifidobacterium longum, 2: B adolescentis, 3: B. dentium, 4: B. pseudolongum subsp. globosum, 5: B. lactis, 6: B. animalis subsp. lactis, 7: B. ruminantium y 8: Bifidobacterium sp. Los numeros en cada perfil corresponden a su banda homologa en el patron. Las flechas indican bandas con marcada intensidad en algunas muestras que no estan en el patron. Fig. 1. Band profiles in PCR-DGG of the Bifidobacteria species present in fecal human samples. C: Band profiles 1: Bifidobacterium longum, 2: B adolescentis, 3: B. dentium, 4: B. pseudolongum subsp. globosum, 5: B. lactis, 6: B. animalis subsp. lactis, 7: B. ruminantium y 8: Bifidobacterium sp. The numbers in the profile correspond to its equivalent band in the marker. The arrows indicate intense bands in some samples that are not in the marker.

Leyenda: Fig. 2. Perfiles de bandas en PCR-DGGE de las especies de Bifidobacterias presentes en muestras fecales de animales domesticos. C: Patron de bandas donde 1: Bifidobacterium longum, 2: B adolescentis, 3: B. dentium, 4: B. pseudolongum subsp. globosum, 5: B. lactis, 6: B. animalis subsp. lactis, 7: B. ruminantium y 8: Bifidobacterium sp. Los numeros en cada perfil corresponden a su banda homologa en el patron. Fig. 2. Band profiles in PCR-DGG of the Bifidobacteria species present in fecal samples of domestic animals. C: Band profiles 1: Bifidobacterium longum, 2: B. adolescentis, 3: B. dentium, 4: B. pseudolongum subsp. globosum, 5: B. lactis, 6: B. animalis subsp. lactis, 7: B. ruminantium y 8: Bifidobacterium sp. The numbers in the profile correspond to its equivalent band in the marker.
TABLA 1
Identificacion de Bifidobacterias mediante PCR-DGGE a partir
de una muestra de agua de la cienaga de Mesolandia

TABLE 1
Identification of Bifidobacteria by PCR-DGG from a sample of
water from the Mesolandia swamp

PCR-DGGE   Banda    Numero       %                GEN BANK
           Numero     pb     Identidad

1           B 1      514        99       Bifidobacterium longum
                                           ZGP-Blo.40 16S rADN:
                                           KT222150.1
2           B 2      518        100      Bifidobacterium
                                           adolescentis 16S rADN:
                                           JCM 1275. LC071806.1
3           B 3      519        100      Bifidobacterium dentium
                                           16S rADN: JN004065.1
4           B 4      526        100      Bifidobacterium
                                           pseudolongum subsp.
                                           globosum 16S rADN:
                                           AB507140.1
5           B 5      524        99       Bifidobacterium lactis
                                           16S rADN: X89513.1
6           B 6      523        99       Bifidobacterium animalis
                                           subsp. lactis 16S rADN:
                                           JCM 10602
7           B 7      519        100      Bifidobacterium
                                           ruminantium 16S rADN,
                                           JCM 8221: AB507150.1
8           B 8      518        100      No cultivable
                                           Bifidobacterium sp. HM14
                                           16S rADN:FJ441227.1

Perfil de bandas de bifidobacterias en PCR-DGGE de la muestra
de agua. La identidad de las bifibobacterias representadas
en cada banda se determino por la secuenciacion del ADN
re-amplificado de las bandas y su comparacion en la base
de datos del GenBank.

Band profile in PCR-DGGE of the water sample. The Bifidobacterium
identity was determined by DNA sequencing, reamplification and
comparison in the GenBank database.
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Author:Sarmiento-Rubiano, Luz Adriana; Garcia-Toscano, Yina; Suarez-Marenco, Marianella; Hoyos Solana, Vane
Publication:Revista de Biologia Tropical
Date:Jun 1, 2019
Words:5076
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